Genetic diversity and community composition of arbuscular mycorrhizal fungi associated with root and rhizosphere soil of the pioneer plant Pueraria phaseoloides

• DOI: 10.1002/imt2.51
• Publication Date: 2022-09-30T10:46:03Z
• Authors: Yaqin Guo; Qicheng Bei; Beloved Mensah Dz...; Konrad Martin; Frank Rasche
• Keywords: 0301 basic medicine; Acaulospora; Computer applications to medicine. Medical informatics; R858-859.7; Abundance (ecology); Plant Science; Fungal Diversity; Agricultural and Biological Sciences; 03 medical and health sciences; Soil biology; Mycorrhizal Fungi and Plant Interactions; Health Sciences; Soil water; Genetics; Saproxylic Insect Ecology and Forest Management; Symbiosis; Biology; Ecosystem; Pharmacology; Ecology; Bacteria; Botany; Life Sciences; Medicinal Mushrooms: Antitumor and Immunomodulating Properties; Biodiversity; Agronomy; Insect Science; FOS: Biological sciences; Rhizosphere; Commentary; Medicine; Arbuscular mycorrhizal

iMetaVolume 1, Issue 4 e51 COMMENTARYOpen Access Diversidad genética y composición comunitaria de hongos micorrícicos arbusculares asociados a suelo de raíz y rizosfera de la planta pionera Pueraria phaseoloides Yaqin Guo, Yaqin Guo orcid.org/0000-0003-1223-3509 Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institute of Agricultural Sciences in the Tropics (Hans-Ruthenberg-Institute), University of Hohenheim, Stuttgart, GermanyBuscar más artículos de este autorQicheng Bei, Qicheng Bei Department of Soil Ecology, Helmholtz Center for Environmental Research - UFZ, Leipzig, GermanyBuscar más artículos de este autorBeloved Mensah Dzomeku, Beloved Mensah Dzomeku Department of Horticulture, CSIR - Crops Research Institute, Kumasi, GhanaBuscar más artículos de este autorKonrad Martin, Konrad Martin Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institute of Agricultural Sciences in the Tropics (Hans-Ruthenberg-Institute), University of Hohenheim, Stuttgart, GermanyBuscar más artículos de este autorFrank Rasche, Corresponding Author Frank Rasche [email protected] orcid.org/0000-0002-2202-851X Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institute of Agricultural Sciences in the Tropics (Hans-Ruthenberg-Institute), University of Hohenheim, Stuttgart, Germany Correspondencia: Frank Rasche, Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Instituto de Ciencias Agrícolas en los Trópicos (Hans-Ruthenberg-Institute), Universidad de Hohenheim, Stuttgart 70593, Alemania. Correo electrónico: [email protected]Busque más artículos de este autor Yaqin Guo, Yaqin Guo orcid.org/0000-0003-1223-3509 Departamento de Agronomía en los Trópicos y Subtrópicos, Instituto de Ciencias Agrícolas en los Trópicos (Hans-Ruthenberg-Institute), Universidad de Hohenheim, Stuttgart, AlemaniaBusque más artículos de este autorQicheng Bei, Departamento de Ecología del Suelo Qicheng Bei, Centro Helmholtz de Investigación Ambiental - UFZ, Leipzig, AlemaniaBusque más artículos de este autorBeloved Mensah Dzomeku, Departamento de Horticultura Beloved Mensah Dzomeku, CSIR - Instituto de Investigación de Cultivos, Kumasi, GhanaBusque más artículos de este autorKonrad Martin, Departamento de Agronomía en los Trópicos y Subtrópicos Konrad Martin, Instituto de Ciencias Agrícolas en los Trópicos (Hans-Ruthenberg-Institute), Universidad de Hohenheim, Stuttgart, AlemaniaBusque más artículos de este autorFrank Rasche, Autor Correspondiente Frank Rasche [email protected] orcid.org/0000-0002-2202-851X Departamento de Agricultura en los Trópicos y Subtrópicos, Instituto de Ciencias Agrícolas en los Trópticos (Hans-Ruthenberg-Instituto), Universidad de Houthheim, Stutgartt, Alemania: Frank Correspondencia en el Departamento de Agricultura y el Instituto de Ciencias Agrícolas (Hans-Ruthenberg-Instituto). Correo electrónico: [email protected]Busca más artículos de este autor Primera publicación: 30 de septiembre de 2022 https://doi.org/10.1002/imt2.51Citations: 1AboutSectionsPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favoritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full-text accessPlease review our Terms and Conditions of Use and check box below to share full-text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Conditions of UseShareable LinkUse the link below to share a full-text version of this article with your friends and colleagues. Más información.Copiar URL Compartir un enlaceCompartir enFacebookTwitterLinkedInRedditWechat Resumen gráfico La planta pionera Pueraria phaseoloides tuvo un fuerte efecto de modulación en las comunidades de hongos micorrízicos arbusculares (AMF). Independientemente de la ubicación geográfica, la composición de la comunidad de AMF en el suelo de la rizosfera difería de la de la raíz. El análisis de la red de co-ocurrencia reveló dos especies clave de AMF en el suelo de la rizosfera (Acaulospora) y las raíces (Rhizophagus) de P. phaseoloides. Video proporcionado por el autor Diversidad genética y composición comunitaria de hongos micorrícicos arbusculares asociados con el suelo de la raíz y la rizosfera de la planta pionera Pueraria phaseoloides por Guo et al. INTRODUCCIÓN Los hongos micorrízicos arbusculares (AMF) aseguran la supervivencia de las plantas al facilitar el acceso a recursos limitados, particularmente en ecosistemas degradados [1], desempeñando así un papel crucial en el mantenimiento de los procesos y funciones del ecosistema [2-4]. La composición, diversidad y abundancia de las comunidades de AMF dependen de varios factores. Por ejemplo, el metanálisis reveló que la AMF exhibe patrones biogeográficos a escala global [5]. A escala local, se demostró que tanto los factores del suelo como los biogeográficos determinan las comunidades de AMF [6]. Numerosos estudios han demostrado que las condiciones del suelo también determinan la diversidad y la composición de la AMF (Información de respaldo: Tabla S1). Sin embargo, la AMF tiene una respuesta idiosincrásica a las condiciones del suelo, y no hay consenso sobre su importancia relativa [7]. Varios estudios demostraron que el pH del suelo es un factor importante para determinar las comunidades de AMF [8, 9]. También se informó que un mayor nivel de fósforo (P) limitaba la diversidad de AMF [10]; pero otro estudio mostró que la textura del suelo, en lugar de pH o P, afecta la composición de AMF en un suelo agrícola [11]. Esta divergencia puede ser el resultado de haberse dirigido a diferentes ecosistemas, plantas huésped y tipos de muestras (Información de apoyo: Tabla S1). Más importante aún, las plantas ejercen fuertes efectos sobre la diversidad y la composición de su AMF asociado [12, 13], pero la especificidad de la asociación entre el huésped de la planta y los taxones de AMF es generalmente baja [14]. Además, las mismas especies de plantas pueden revelar diferencias en las comunidades de AMF entre los compartimentos de las plantas, es decir, el suelo de la raíz y la rizosfera [15-18]. La AMF se ha clasificado en diferentes grupos funcionales basados en la asignación de biomasa, es decir, gremio rizófilo y gremio edafófilo [19]. Se cree que el gremio rizófilo asigna más biomasa de micorrizas arbusculares (AM) a las raíces que al suelo, como Rhizophagus; mientras que se cree que el gremio edafófilo asigna más biomasa de AM al suelo que a las raíces, como Acaulospora. Sin embargo, se debe tener precaución al clasificar a las familias AMF en gremios, debido a las diferentes tecnologías utilizadas [20]. Además, las plantas podrían afectar la riqueza de AMF al entregar más carbono a los simbiontes beneficiosos, lo que podría facilitar la competencia con otros [21, 22]. Especialmente en ecosistemas degradados, las especies "fundadoras de AMF" podrían beneficiarse del carbono derivado de las plantas para colonizar las raíces de las plantas, por lo que superarían a los "recién llegados de AMF", lo que llevaría a diferencias entre el suelo de la raíz y la rizosfera [23]. Por lo tanto, comprender hasta qué punto diversos factores modulan la abundancia, la diversidad y la colonización selectiva de raíces de AMF (es decir, la diferenciación de nichos) es esencial no solo para el mantenimiento de los procesos ecológicos en los agroecosistemas [24, 25], sino también para facilitar la restauración de ecosistemas degradados [26-28]. La AMF ha sido verificada como microorganismos pioneros en dunas de arena [29], llanuras de inundación fluviales [30] y áreas volcánicas [31]. Aunque el papel de la AMF se ha estudiado intensamente en diferentes ecosistemas con diferentes especies de plantas (Información de apoyo: Tabla S1), la diversidad de la AMF y las comunidades en asociación con plantas pioneras en ecosistemas muy degradados siguen sin explorarse en gran medida. Estos incluyen sitios posteriores a la minería [32], que se encuentran con frecuencia en África Occidental. Esto es especialmente cierto para Ghana, que es el mayor productor de oro de África y el sexto mayor productor del mundo [33]. Con una tasa de 2600 hectáreas por año, la vegetación natural en Ghana se ha convertido intensamente en sitios de extracción de oro [34]. Después de la minería de superficie, la tierra suele quedar abandonada y libre de vegetación, ofreciendo espacio para la colonización por plantas pioneras. En Ghana, Pueraria phaseoloides (Roxb.) Benth. (kudzu tropical), una leguminosa perenne fijadora de N2, se ha encontrado como una especie de planta pionera que coloniza vigorosamente los sitios posteriores a la minería (Y. Guo, comunicación personal, 2019). Esto se observó de manera similar en Indonesia [35]. Se podría especular que tal colonización exitosa y posible adaptación a diversas condiciones del sitio se ve reforzada por la simbiosis con AMF. Esta suposición está racionalizada por un estudio anterior, que revela que P. phaseoloides no pudo establecerse sin la presencia de AMF simbiótica [36]. En vista de la ventaja ecológica de P. phaseoloides para colonizar de manera eficiente los sitios posteriores a la minería, es imperativo desentrañar los factores que conforman las comunidades micorrícicas asociadas con P. phaseoloides, considerando los beneficios para la restauración de tierras degradadas. Por lo tanto, investigamos la diversidad genética y la composición de las comunidades de AMF en la rizosfera y las raíces de P. phaseolides que crecen bajo las condiciones predominantes del suelo en sitios abandonados y altamente perturbados después de la minería en Ghana. Se empleó la secuenciación de ADN de alto rendimiento para analizar las comunidades de AMF en suelos mineros degradados. A diferencia de los métodos morfológicos, que se basan principalmente en la identificación de esporas, los enfoques basados en el ADN capturan información genética de hifas, raíces micorrícicas y esporas [37]. Planteamos la hipótesis de que, debido al fuerte potencial de adaptación de P. phaseolides en diferentes entornos, la identidad del huésped es un factor impulsor importante que da forma a las comunidades de AMF, presumiblemente más fuerte que los factores locales relacionados con la geografía y las condiciones del suelo. En segundo lugar, planteamos la hipótesis de que la alta adaptabilidad de P. phaseolides puede reflejarse en la selección de especies específicas de AMF del suelo de la rizosfera. Al probar esto, nuestra principal ambición es llenar un vacío en la comprensión del estado ecológico de AMF en suelos mineros degradados y proporcionar una base científica para desarrollar estrategias basadas en AMF para restaurar tierras degradadas. RESULTADOS Secuenciación general y asignaciones taxonómicas En total, se obtuvieron 2.312.972 lecturas brutas con una longitud media de lectura de 301 pb de la secuenciación Illumina MiSeq®. El control de calidad (puntuaciones de calidad > 35) redujo las lecturas a 2.039.447 con secuencias de 271 pb de media (es decir, se descartó una media del 11,8% de las lecturas). Se eliminaron variantes raras de la secuencia del amplicón (ASV) con una frecuencia inferior al 0,1% de la profundidad media de la muestra (ver explicación en la sección "Análisis bioinformático"). Después de la eliminación de ASV raro (16.8%), quedaron un total de 1,746,146 lecturas (Información de respaldo: Tabla S2). Las secuencias que no son de Glomeromycota se filtraron de acuerdo con la base de datos NCBI (ver detalles en la sección "Análisis bioinformático"), lo que resultó en 195 ASV para el filo Glomeromycota para el análisis posterior. Entre ellos, 102 ASV pertenecían al suelo de la rizosfera y 72 ASV fueron descubiertos en las raíces, mientras que 21 ASV compartían ambos compartimentos del suelo de la rizosfera y la raíz (Información de respaldo: Figura S1). El análisis filogenético asignó 195 ASV a 8 géneros: Acaulospora (72), Rhizophagus (43), Paraglomus (43), Dominikia (16), Claroideoglomus (7), Funneliformis (7), Septoglomus (4), Diversispora (3). Acaulospora, Rhizophagus, Paraglomus y Septoglomus se encontraron tanto en las raíces como en el suelo de la rizosfera. Dominikia y Claroideoglomus solo se detectaron en el suelo de la rizosfera, mientras que Funneliformis y Diversispora solo se encontraron en las raíces (Figura 1A e Información de respaldo: Figura S2). Figura 1Abrir en el visor de figurasPowerPoint La estructura general de las comunidades de hongos micorrízicos arbusculares (AMF). (A) Distribución de género de variantes de secuencia de amplicón (ASV) utilizando la abundancia relativa de AMF asociada con el suelo y la raíz de la rizosfera. Once suelos de la rizosfera y 14 muestras de raíces se muestran en barras apiladas separadas. Diferentes géneros se muestran en diferentes colores, y los géneros de baja abundancia (<10%) se agrupan (otros). La abundancia relativa de cada género a través de los compartimentos se muestra en la Información de respaldo: Figura S2. (B) Análisis de escala dimensional no métrica (NMD) de la distancia métrica ponderada de las comunidades AMF. (C) y (D) α-diversidad de muestras de campo. (C) La uniformidad de Pielou. (D) Diversidad de Shannon. Los recuadros representan el rango entre los cuartiles 75 y 25. La línea dentro del recuadro representa la mediana. Los bigotes representan los valores más bajos y más altos que se extienden 1.5 del rango intercuartílico. NS, no significativo. * Significado (p < 0,05); ** Significado (p < 0,001). La diversidad alfa de las curvas de Rarefacción de AMF muestra el número de secuencias, que han alcanzado una cobertura adecuada (saturación) de la diversidad de AMF, como un requisito de calidad para el análisis posterior (Información de respaldo: Figura S3). Se mostraron los índices de diversidad α y se anotaron las diferencias estadísticas para ambas ubicaciones (Konongo, KN; Bosome-Freho, BF) (Figura 1C,D e información de apoyo: Figura S4). En ambos lugares, se observaron más ASV en el suelo de la rizosfera que en las raíces, aunque esta diferencia no fue significativa (p > 0.05) (Información de respaldo: Figura S4A). Sin embargo, en ambas ubicaciones, la uniformidad y diversidad de ASV del suelo de la rizosfera fueron mayores que en las raíces (p < 0.05) (Figura 1C,D). La riqueza de ASV del suelo de la rizosfera en BF fue mayor que en KG (p < 0.05), mientras que la uniformidad y la diversidad de ASV no revelaron ninguna diferencia entre las dos ubicaciones (datos no mostrados). La diversidad beta (composición de la comunidad) de la composición de AMF AMF entre los dos compartimentos estaba claramente separada, pero no entre las ubicaciones (Figura 1B). El valor de estrés del análisis de NMD fue de 0.09, lo que refleja la variación significativa de las comunidades de AMF entre los factores [38]. Para verificar la importancia del análisis de NMD, los factores (compartimento de la planta, ubicación) se examinaron adicionalmente utilizando la prueba de análisis de varianza multivariante permutacional (MANOVA) (Figura 1B). Los resultados indican que el compartimento de la planta fue un determinante crucial para modular la composición de la AMF (p < 0.05), explicando más del 20% de la variación. Sin embargo, el efecto de la ubicación en la composición de AMF no fue significativo, explicando solo el 4% de la variación (p > 0.05). Relación de AMF con las características del suelo Se analizó la relación entre la riqueza de AMF (ASV observado) y la diversidad (diversidad de Shannon) y las características del suelo (Información de respaldo: Tabla S3). El contenido de calcio del suelo (Ca) y el pH del suelo tuvieron correlaciones negativas tanto con la riqueza como con la diversidad de AMF (p < 0.05). El contenido de zinc del suelo (Zn) solo tuvo una correlación negativa con la riqueza de AMF (p < 0.05). Se llevó a cabo un análisis de redundancia basado en la distancia (db-RDA) para examinar la influencia de las características del suelo en la composición de AMF. Los resultados indican que las características del suelo no tuvieron ningún efecto sobre la composición de AMF (p > 0.05) (Información de respaldo: Tabla S4). Diferencias en las comunidades de AMF entre los compartimentos de las plantas Con el análisis de DeSeq2, se encontró que 12 ASV eran más abundantes en el suelo de la rizosfera que en las muestras de raíz, mientras que 7 ASV eran más abundantes en el compartimento de la raíz que en el suelo de la rizosfera (Figura 2A). En el compartimento radicular, los ASV estaban afiliados a dos géneros: Rhizophagus (4) y Paraglomus (3). En suelos de rizosfera, se asignaron ASV a Acaulospora (5), Paraglomus (4), Dominikia (2) y Claroideoglomus (1). La red del suelo de la rizosfera tenía más nodos y bordes (123 nodos, 948 bordes) que la red del compartimento radicular (86 nodos, 468 bordes). El índice de modularidad (suelo rizosférico: 0,78; raíz: 0,79) fue superior a 0,4, lo que indica una estructura de red modular [39]. Los grados medios de suelo y raíz de la rizosfera fueron de 17,6 y 10,9, respectivamente, y el coeficiente de agrupamiento medio fue de 0,84 para el suelo de la rizosfera y de 0,95 para la raíz. Los resultados detallados de las redes de co-ocurrencia se enumeran en Información de respaldo: Tablas S5 y S6. Sobre la base del análisis de la red, se determinaron ASV230 (Acaulospora) y ASV238 (Rhizophagus) como taxones clave para el suelo de la rizosfera y el compartimento de la raíz, respectivamente (Figura 2B e Información de respaldo: Tablas S5 y S6). Figura 2Abrir en el visor de figurasPowerPoint Las diferencias entre las variantes de secuencia de amplicones (ASV) y la identificación de taxones clave. (A) Gráfico DeSeq2 que muestra la diferencia de variantes de secuencia de amplicón (ASV) entre los dos compartimentos de la planta. Los diferentes colores representan diferentes géneros, y los diferentes tamaños de punto representan diferentes valores medios, después de la normalización a través de DeSeq2. (B) Red de co-ocurrencia en suelo de rizosfera y compartimento radicular. Cada nodo representa un ASV etiquetado por género. Se verificó un nodo mediante una correlación robusta (coeficiente de corrección de Spearman R > 0,6) y significativa (pFDR < 0,05). El tamaño de cada nodo es relacional al número de conexiones, mientras que los nodos con el mismo color muestran el mismo módulo. El grosor de cada conexión entre dos nodos es relacional a la fuerza del coeficiente de correlación de Spearman. DISCUSIÓN Nuestros resultados mostraron que la raíz de la planta pionera P. phaseoloides reveló una menor riqueza de ASV y diversidad de AMF que el suelo de rizosfera asociado, un hallazgo en línea con otras especies de plantas [15, 16]. Esto confirma la opinión general de que el suelo de la rizosfera proporciona un importante reservorio de AMF para las plantas, del cual las plantas solo reclutan una proporción en un momento determinado [40]. Más importante aún, el compartimento de la planta de P. phaseoloides ejerce, independientemente de la ubicación geográfica o la procedencia del microbioma, un fuerte efecto sobre el cambio de consorcios microbianos, lo que indica una preferencia selectiva por la AMF asociada. Se demostró que la distancia geográfica tenía un pequeño efecto en las comunidades de AMF, porque una sola especie de planta en tierras agrícolas puede homogeneizar las comunidades de AMF a una cierta distancia [41]. Además, la compartimentación del huésped de las comunidades microbianas facilita el desacoplamiento de los efectos de la fragmentación del hábitat [42]. En nuestro estudio, P. phaseoloides desempeña un papel importante en la configuración de las comunidades de AMF, por lo que anula los factores geográficos. Sin embargo, la simbiosis entre las plantas y la AMF generalmente se considera inespecífica [43], lo que atribuye el pequeño número de especies de AMF caracterizadas (~300) en comparación con el de especies de plantas (~300,000) [44]. Sin embargo, existe evidencia de que una preferencia de asociaciones AMF-planta estaba presente en diferentes ecosistemas [13, 14, 44]. Aparte de la liberación de exudados de raíces carbonáceas que desencadenan el simbionte más preferido [45], se ha reconocido que las condiciones del suelo modifican la capacidad de las plantas para atraer la AMF seleccionada [46]. Nuestros resultados mostraron que las condiciones del suelo no tuvieron un efecto significativo en la composición de AMF. Esta divergencia parece probable debido a la fuerte regulación del huésped vegetal en el grupo de especies de la rizosfera a través de los exudados radiculares, enmascarando así las condiciones del suelo en la estructuración de las comunidades de AMF del suelo. En línea con otros estudios, se demostró que la planta huésped ejerce una selectividad mucho más fuerte para la colonización de raíces por AMF que las condiciones predominantes del suelo [13, 47, 48]. Esto confirma el concepto reconocido de ensamblaje comunitario de AMF, por el cual el filtro del huésped fue decisivo para el ensamblaje de AMF dentro de la planta [7]. Por otro lado, se detectó el efecto de las condiciones del suelo sobre la riqueza y diversidad de AMF. En primer lugar, la riqueza y diversidad de AMF se correlacionó negativamente con el pH del suelo, como se observó en otras situaciones [8, 16, 49]. El pH del suelo controla la riqueza y diversidad de AMF al influir en la disponibilidad de nutrientes e iones [50]. En consecuencia, encontramos que el contenido de zinc del suelo (Zn) se correlacionó con la riqueza de AMF pero no con la diversidad, mientras que el calcio del suelo (Ca) se correlacionó tanto con la riqueza como con la diversidad de AMF. Ambos nutrientes facilitan los procesos metabólicos de las plantas, y su absorción está respaldada por la AMF [51]. Se sabe que los altos niveles de Zn en el suelo pueden afectar negativamente la abundancia y composición de AMF en suelos contaminados [52, 53], mientras que otros estudios han demostrado que el Zn podría influir en la diversidad y riqueza de AMF en ecosistemas no contaminados [8, 16, 54]. Estos resultados inconsistentes probablemente se explicaron por las diferencias en el tipo y la estructura del ecosistema. Por otro lado, solo se dispone de información limitada sobre la influencia del Ca en la diversidad y composición de la AMF. El Ca no solo es un nutriente, sino que también se considera como un mensajero que inicializa la comunicación entre las plantas y la AMF [55]. Se necesitaría más investigación para explorar la influencia del Ca en la diversidad y composición de la AMF en las condiciones ambientales dadas de nuestro estudio. Aunque el pH, Zn y Ca tuvieron un efecto significativo en la riqueza y/o diversidad de AMF en nuestro estudio, no desencadenaron una diferencia significativa en términos de ensamblaje comunitario. Nuestros datos respaldaron aún más el concepto de preferencia por el huésped, revelando por primera vez dos especies clave de AMF diferentes y altamente abundantes en dos compartimentos vegetales distintos: Rhizophagus en las raíces y Acaulospora en los suelos de la rizosfera, asociados con una sola especie de planta (es decir, P. phaseoloides). Se informó que los taxones clave con alta abundancia tienen contribuciones vitales para mantener el funcionamiento del ecosistema [56]. Esto también puede aplicarse al rizófago, que existe en gran abundancia en el compartimento radicular de P. phaseoloides. El rizófago es una especie de crecimiento generalmente rápido (estrategia r) y, en función de sus rasgos fenotípicos, se clasificó como "competidor" en el sistema de clasificación de la historia de vida [57]. Por lo tanto, el rizófago puede tener una ventaja competitiva para ocupar eficientemente el nicho radicular con acceso inmediato a los recursos derivados de las plantas. Además, las plantas prefieren entregar más carbono a los simbiontes beneficiosos [21, 22], como el rizófago, lo que puede ayudar a las plantas a tener éxito en las duras condiciones ambientales de los sitios mineros abandonados. Con respecto a la colonización de ecosistemas degradados (por ejemplo, sitios mineros abandonados), se propuso que las llamadas especies "fundadoras de AMF" podrían beneficiarse de este carbono derivado de plantas para colonizar las raíces de las plantas en la etapa temprana de la sucesión ecológica [58]. En consecuencia, esta ventaja ecológica superaría a los llamados "retrasados en AMF", beneficiando la proliferación de Rhizophagus a través del suelo mediante la colonización de raíces recién formadas. Más importante aún, Rhizophagus ha sido reconocido como una especie dominante de AMF que apoya a las plantas en las primeras etapas del desarrollo del crecimiento en el sistema agrícola [41, 59]. Esto también podría ser cierto para los ecosistemas degradados. De hecho, Rhizophagus fue considerado como un taxón prominentemente abundante, ya que se ha encontrado en diversas especies y entornos de acogida (Información de apoyo: Tabla S1). Sin embargo, un metanálisis filogenético de los taxones de AMF más abundantes en diferentes ecosistemas, como el rizófago, indicó que no necesariamente tienen la misma estructura filogenética [60]. Por otro lado, Acaulospora es una especie de crecimiento lento (estrategia k) y el marco basado en rasgos presentó a Acaulospora como AMF "tolerante al estrés" [57]. Sin embargo, se creía que la AMF tolerante al estrés proporcionaba un beneficio retardado a su anfitrión, que va acompañado de una demanda excesiva de carbono por parte de su anfitrión [57]. Por lo tanto, nuestro estudio sugirió que el abundante rizófago en las raíces de P. phaseoloides fue el resultado de una buena coincidencia funcional entre ambos socios en este ecosistema degradado. CONCLUSIÓN Nuestros resultados proporcionaron información genética fundamental sobre las comunidades de AMF asociadas con la planta pionera P. phaseoloides que coloniza sitios mineros abandonados en Ghana. Nuestro estudio mostró que las condiciones geográficas y predominantes del suelo solo ejercían efectos significativos en la riqueza y diversidad de AMF, pero no en la composición de la comunidad de AMF. En cambio, el compartimento de la planta explicó en gran medida las diferencias en la composición de AMF, con dos especies funcionales diferentes en dos compartimentos de plantas distintos (es decir, Acaulospora en el suelo de la rizosfera; Rhizophagus en la raíz). Esto implicó que P. phaseoloides tiene una fuerte selectividad por las especies de AMF, independientemente de las condiciones del suelo, lo que enfatiza la plasticidad ecológica del huésped en la selección de AMF. El presente estudio se basó en un muestreo puntual de una sola vez. Por lo tanto, para comprender completamente los efectos ecológicos de las comunidades de AMF en ecosistemas degradados, estudios adicionales, incluida una gama más amplia de sitios mineros abandonados con distintas condiciones ambientales y considerando múltiples proxies de AMF (es decir, densidad de esporas, hifas intrarradicales y extrarradicales) a lo largo de varias estaciones, proporcionarían una visión más profunda de la plasticidad y la capacidad de respuesta de la compartimentación de AMF en asociación con P. phaseoloides, como una base ecológica adecuada para la restauración de ecosistemas degradados. MÉTODOS Descripción del sitio y muestreo Se recolectaron muestras de suelo y raíces en cinco sitios de minería de oro abandonados distribuidos en dos ubicaciones (a 45 km de distancia) en la región de Ashanti (Ghana) en octubre de 2019. Se ubicaron tres sitios en Konongo (KN, 6°37′ N, 1°14′ E) y dos sitios en Bosome-Freho (BF, 6°25′ N, 1°18′ E) (Figura 3A). En cada ubicación, todos los sitios de recolección tenían una distancia de al menos 50 m entre sí. Ambas ubicaciones tenían condiciones climáticas similares (Información de respaldo: Tabla S7), pero diferían en las características físico-químicas del suelo (Información de respaldo: Tabla S8). En cada sitio, se seleccionaron aleatoriamente tres individuos de planta espacialmente separados de P. phaseoloides con una distancia de 1,5 m entre sí para garantizar la independencia de las muestras [54]. Todas las plantas con suelo (aproximadamente 10 cm de ancho y 20 cm de profundidad) se excavaron y se colocaron en bolsas de polietileno y se transportaron en cajas de enfriamiento. Los sistemas radiculares intactos (bolas de raíz) se conservaron a 4 ° C [61], lo que permitió que las muestras estuvieran en un estado seminatural antes de enviarlas a Alemania (Universidad de Hohenheim, Stuttgart). A su llegada, las muestras se conservaron a 4 °C para su posterior procesamiento. Figura 3Abrir en el visor de figurasLocalizaciones de muestreo de PowerPoint y métodos de muestreo. (A) Sitios de muestreo en dos áreas dentro de la región de Ashanti en Ghana. (B) Métodos de muestreo para recolectar muestras de rizosfera y raíz. Procesamiento de muestras Las muestras se procesaron de acuerdo con el protocolo [62], con modificaciones menores (Figura 3B). El suelo a granel se retiró de las raíces mediante agitación suave y se sometió a análisis físico-químico (Información de respaldo: Tabla S8). A continuación, se extirparon 10–12 raíces por planta con una longitud de 5–8 cm. Las raíces extirpadas se lavaron con 35 ml de solución amortiguadora de fosfato esterilizada en autoclave mezclada con 200 g L−1 de Tween-20 para separar el suelo de la rizosfera de las raíces. Las raíces se transfirieron a un nuevo tubo Falcon (50 ml) siguiendo los procedimientos de desinfección: (1) las muestras de raíz se trataron con 35 ml de lejía al 50% mezclada con Tween-20 al 0.01% durante 1 min; (2) la fase líquida se reemplazó por 35 ml de etanol al 70% durante 1 min; (3) las muestras de raíz se enjuagaron 5 veces con agua estéril; (4) las raíces lavadas se secaron en papel de filtro estéril. Luego, las raíces se cortaron en trozos pequeños usando pinzas estériles y tijeras de podar, y se conservaron a -20°C para la extracción de ADN. Los tubos que contenían los suelos de rizosfera se procesaron de la siguiente manera: (1) las muestras se filtraron (filtro de células de malla estéril de 100 µm) en un nuevo tubo de 50 ml; (2) las muestras se centrifugaron (3000 g, 5 min, temperatura ambiente [TA]) y se retiró el sobrenadante; (3) los tubos se enfriaron en hielo y se añadieron 1,5 ml de tampón de fosfato estéril, seguido de agitación vorticial; (4) la fase suspendida se transfirió a un tubo limpio de 2 ml y las muestras se centrifugaron (15,871 g, 2 min, TA). Finalmente, se retiró el sobrenadante y se conservaron los gránulos de suelo de la rizosfera a -20°C para la extracción de ADN. Secuenciación de amplicones Para la extracción de ADN, se utilizaron 0,1 g de raíces congeladas de cada muestra homogeneizada en N líquido y 0,5 g de suelo de rizosfera congelado. El ADN se extrajo con el kit de plantas Fast DNA® Spin (MP Biomedicals). Para mejorar la cantidad y calidad del ADN del suelo de la rizosfera, se añadieron 30 mg de polivinilpolipirrolidona (Thermo Fisher Scientific) antes de la adición del tampón [63]. La concentración de ADN se midió mediante un espectrofotómetro NanoDrop 2000 (Thermo Fisher Scientific). Se prepararon soluciones de trabajo de ADN de raíz (dilución de 10 veces) y suelo de rizosfera (5 ng µl−1) con agua bidestilada y luego se almacenaron a -20°C para su posterior análisis. Se produjeron amplicones de Glomeromycota con PCR anidada. La primera PCR utilizó los cebadores NS31 [64] y AMDGR [65]. Cada PCR (20 µl) comprendía 1 µl de solución de trabajo de ADN, 0,2 µM de cada cebador, 0,2 mM de cada trifosfato de desoxinucleósido (dNTP), MgCl2 1,5 mM y 1 U de ADN polimerasa Taq (Promega GmbH). Las reacciones se realizaron en un termociclador PeQSTAR (VWR International GmbH, Bruchsal, Alemania) utilizando las siguientes condiciones: 3 min de desnaturalización inicial a 95 °C, seguido de 35 ciclos de 95 °C durante 30 s, 56° durante 30 s y 72 °C durante 30 s. Las reacciones se completaron a 72 °C durante 3 min. La segunda PCR anidada se realizó con los cebadores específicos de AMF AMV4.5NF y AMDGR [65] etiquetados con adaptadores Illumina, produciendo un amplicón de aproximadamente 300 pb. Se utilizó un µl de amplicón diluido 1:10 de la primera PCR para la segunda PCR en reacciones de 30 µl, aplicando las mismas condiciones de ejecución de PCR que se mencionaron anteriormente, excepto que el tiempo de hibridación se redujo a 20 s. Los amplicones se verificaron mediante una electroforesis en gel de agarosa al 1,5%. Luego, se enviaron 25 µl de amplicones con adaptadores Illumina a Eurofins Genomics Europe Sequencing GmbH. La construcción de la biblioteca y el control de calidad fueron realizados por Eurofins Genomics. Se utilizó Illumina MiSeq para la secuenciación con un modo de secuencia de 2 × 300 (Eurofins Genomics). Las secuencias en bruto se depositaron en el Genome Sequence Archive [66] con el número de acceso de BioProject PRJ011089. Análisis bioinformático Las secuencias se recortaron para excluir las secuencias de cebadores y se filtraron por calidad con puntuaciones de calidad > 35 en un paso inicial [18]. Se eliminaron variantes raras de la secuencia del amplicón (ASV), con una frecuencia inferior al 0,1% de la profundidad media de la secuencia. Como Illumina informó, lo más probable es que el 0.1% de las lecturas se deban a la purga de MiSeq entre ejecuciones(https://github.com/LangilleLab/microbiome_helper/wiki/Amplicon-SOP-v2- (qiime2-2020.2)). La identificación taxonómica de cada ASV se realizó de acuerdo con el protocolo de Stefani con modificaciones menores [18]. Primero, cada ASV era idéntico<br/>iMetaVolume 1, Issue 4 e51 COMMENTARYOpen Access Genetic diversity and community composition of arbuscular mycorrhizal fungi associated with root and rhizosphere soil of the pioneer plant Pueraria phaseoloides Yaqin Guo, Yaqin Guo orcid.org/0000-0003-1223-3509 Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institute of Agricultural Sciences in the Tropics (Hans - Ruthenberg - Institute), University of Hohenheim, Stuttgart, Germanyالبحث عن المزيد من الأوراق من قبل هذا المؤلفQicheng Bei, Qicheng Bei Department of Soil Ecology, Helmholtz Center for Environmental Research - UFZ, Leipzig, Germanyالبحث عن المزيد من الأوراق من قبل هذا المؤلفBeloved Mensah Dzomeku, Beloved Mensah Dzomeku Department of Horture, CSIR - معهد أبحاث المحاصيل، كوماسي، غاناابحث عن المزيد من الأبحاث لهذا المؤلفكونراد مارتن، قسم كونراد مارتن للهندسة الزراعية في المناطق المدارية وشبه المدارية، معهد العلوم الزراعية في المناطق المدارية (معهد هانز روثنبرغ)، جامعة هوهنهايم، شتوتغارت، ألمانياابحث عن المزيد من الأبحاث لهذا المؤلففرانك راش، المؤلف المراسل فرانك راش [البريد الإلكتروني محمي] orcid.org/0000-0002-2202-851X قسم الهندسة الزراعية في المناطق المدارية وشبه المدارية، معهد العلوم الزراعية في المناطق المدارية (معهد هانز روثنبرغ)، جامعة هوهنهايم، شتوتغارت، ألمانيا المراسلات: فرانك راش، قسم الهندسة الزراعية في المناطق المدارية وشبه المدارية، معهد العلوم الزراعية في المناطق المدارية (معهد هانز روثنبرغ)، جامعة هوهنهايم، شتوتغارت 70593، ألمانيا. البريد الإلكتروني: [email protected]ابحث عن المزيد من الأبحاث التي كتبها هذا المؤلف ياكين قوه، ياكين قوه orcid.org/0000-0003-1223-3509 قسم الهندسة الزراعية في المناطق المدارية وشبه المدارية، معهد العلوم الزراعية في المناطق المدارية (معهد هانز روثنبرغ)، جامعة هوهنهايم، شتوتغارت، ألمانياابحث عن المزيد من الأبحاث التي كتبها هذا المؤلفQicheng Bei، قسم Qicheng Bei لعلم بيئة التربة، مركز هيلمولتز للبحوث البيئية - UFZ، لايبزيغ، ألمانياابحث عن المزيد من الأبحاث التي كتبها هذا المؤلفBeloved Mensah Dzomeku، Beloved Mensah Dzomeku Department of Horticulture، CSIR - Crops Research Institute، Kumasi، غاناابحث عن المزيد من الأبحاث التي كتبها هذا المؤلفKonrad Martin، Konrad Martin Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics، Institute of Agricultural Sciences in Tropics (Hropics - Rotberg - Istitute)، جامعة هوهنهايم، Stuttgartt، ألمانياابحث عن المزيد من الأبحاث التي كتبها هذا المؤلف Rascheank [البريد الإلكتروني المحمي] أو [البريد الإلكتروني المحمي] Ranchefrank [البريد الإلكتروني محمي عبر البريد الإلكتروني: www.cheng.com.com.com.ae.com] أو قسم العلوم الزراعية في Tropics in Tropics، معهد Tropics in Tropics، معهد Ruthenics، معهد Stropics، معهد Strophenics in the Hropics، معهد Stropics، معهد Stropics in the Hrop، معهد العلوم الزراعية في Hropics، معهد العلوم الزراعية في Hropics، 70593، معهد العلوم الزراعية في Hropics، Hropics (Hropics)، معهد Stropics in the Hropics)، معهد Stropics، معهد العلوم المدارية، معهد العلوم المدارية، معهد العلوم المدارية، معهد العلوم المدارية، معهد العلوم المدارية Email: [email protected]Search for more papers by this author first published: 30 September 2022 https://doi.org/10.1002/imt2.51Citations: 1AboutSectionsPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favouritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full - text accessPlease review our Terms and Conditions of Use and check box below to share full - text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Conditions of UseShareable LinkUse the link below to share a full - text version of this article with your friends and colleagues. Learn more.Copy URL Share a linkShare onFacebookTwitterLinkedInRedditWechat Graphical Abstract The pioneering plant Pueraria phaseoloides had a strong modulation effect on arbuscular mycorrhizal fungi (AMF) communities. بغض النظر عن الموقع الجغرافي، اختلف تكوين المجتمع لـ AMF في تربة الجذور عن تكوين الجذر. كشف تحليل شبكة التكرار المشترك عن نوعين رئيسيين من AMF في تربة الجذور (Acaulospora) وجذور (Rhizophagus) من P. phaseoloides. قدم المؤلف فيديو التنوع الوراثي والتكوين المجتمعي للفطريات الجذرية الشجرية المرتبطة بتربة الجذر والجذر للنبات الرائد Pueraria phaseoloides بواسطة Guo et al. مقدمة تضمن الفطريات الجذرية الشجرية (AMF) بقاء النباتات من خلال تسهيل الوصول إلى الموارد المحدودة، لا سيما في النظم الإيكولوجية المتدهورة [1]، وبالتالي تلعب دورًا حاسمًا في الحفاظ على عمليات ووظائف النظام الإيكولوجي [2-4]. يعتمد تكوين مجتمعات صندوق النقد العربي وتنوعها ووفرتها على عدة عوامل. على سبيل المثال، كشف التحليل التلوي أن AMF تظهر أنماطًا جغرافية حيوية على نطاق عالمي [5]. على المستوى المحلي، تبين أن كل من عوامل التربة والجغرافيا الحيوية تحدد مجتمعات AMF [6]. أثبتت العديد من الدراسات أن ظروف التربة تحدد أيضًا تنوع وتكوين AMF (المعلومات الداعمة: الجدول S1). ومع ذلك، فإن AMF لها استجابة خاصة لظروف التربة، وليس هناك إجماع على أهميتها النسبية [7]. أظهرت العديد من الدراسات أن درجة الحموضة في التربة هي عامل مهم لتحديد مجتمعات AMF [8، 9]. وأفيد أيضا أن مستوى أعلى من الفوسفور (P) يحد من تنوع AMF [10 ]؛ ولكن أظهرت دراسة أخرى أن نسيج التربة، بدلا من الرقم الهيدروجيني أو P، يؤثر على تكوين AMF في التربة الزراعية [11]. قد يكون هذا الاختلاف نتيجة لاستهداف أنظمة بيئية مختلفة ونباتات مضيفة وأنواع عينات (المعلومات الداعمة: الجدول S1). والأهم من ذلك، أن النباتات تمارس تأثيرات قوية على تنوع وتكوين AMF المرتبط بها [12، 13]، لكن خصوصية الارتباط بين مضيف النبات وفئة AMF منخفضة بشكل عام [14]. بالإضافة إلى ذلك، قد تكشف نفس الأنواع النباتية عن اختلافات في مجتمعات AMF بين حجرات النباتات، أي تربة الجذر والجذر [15-18]. تم تصنيف AMF إلى مجموعات وظيفية مختلفة بناءً على تخصيص الكتلة الحيوية، أي نقابة محبي الجذور ونقابة محبي الوذمة [19]. يُعتقد أن الطائفة المحبة للجذور تخصص المزيد من الكتلة الحيوية الفطرية الشجرية (AM) للجذور أكثر من التربة، مثل Rhizophagus ؛ في حين يُعتقد أن الطائفة المحبة للجذور تخصص المزيد من الكتلة الحيوية AM للتربة أكثر من الجذور، مثل Acaulospora. ومع ذلك، يجب توخي الحذر عند تصنيف عائلات AMF إلى نقابات، بسبب التقنيات المختلفة المستخدمة [20]. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن تؤثر النباتات على ثراء AMF من خلال توفير المزيد من الكربون إلى التكافلات المفيدة التي يمكن أن تسهل المنافسة مع الآخرين [21، 22]. خاصة في النظم الإيكولوجية المتدهورة، قد تستفيد أنواع "مؤسس AMF" من الكربون المشتق من النباتات لاستعمار جذور النباتات، وبالتالي تتفوق على "المتأخرين في AMF"، مما يؤدي إلى اختلافات بين تربة الجذر والجذور [23]. وبالتالي، فإن فهم مدى قيام عوامل مختلفة بتعديل الوفرة والتنوع والاستعمار الجذري الانتقائي لـ AMF (أي التمايز المتخصص) أمر ضروري ليس فقط للحفاظ على العمليات البيئية في النظم الإيكولوجية الزراعية [24، 25]، ولكن أيضًا لتسهيل استعادة النظم الإيكولوجية المتدهورة [26-28]. تم التحقق من AMF ككائنات دقيقة رائدة في الكثبان الرملية [29]، والسهول الفيضية النهرية [30]، والمناطق البركانية [31]. على الرغم من أن دور AMF قد تمت دراسته بشكل مكثف في النظم الإيكولوجية المختلفة مع أنواع نباتية مختلفة (المعلومات الداعمة: الجدول S1)، إلا أن تنوع AMF والمجتمعات المرتبطة بالنباتات الرائدة في النظم الإيكولوجية المتدهورة بشدة لا تزال غير مستكشفة إلى حد كبير. وتشمل هذه المواقع ما بعد التعدين [32]، والتي كثيرا ما توجد في غرب أفريقيا. وينطبق هذا بشكل خاص على غانا، التي تعد أكبر منتج للذهب في أفريقيا، وسادس أكبر منتج في العالم [33]. بمعدل 2600 هكتار في السنة، تم تحويل الغطاء النباتي الطبيعي في غانا بشكل مكثف إلى مواقع تعدين الذهب [34]. بعد التعدين السطحي، عادة ما تترك الأرض مهجورة وخالية من الغطاء النباتي، مما يوفر مساحة للاستعمار من قبل النباتات الرائدة. في غانا، Pueraria phaseoloides (Roxb.) تم العثور على القاع. (kudzu الاستوائية)، البقوليات المعمرة المثبتة لـ N2، كنوع نباتي رائد يستعمر بقوة مواقع ما بعد التعدين (Y. Guo، التواصل الشخصي، 2019). وقد لوحظ هذا بالمثل في إندونيسيا [35]. يمكن التكهن بأن مثل هذا الاستعمار الناجح والتكيف المحتمل مع ظروف الموقع المختلفة يعززه التعايش مع AMF. تم تبرير هذا الافتراض من خلال دراسة سابقة، كشفت أن P. phaseoloides فشلت في التأسيس دون وجود AMF تكافلي [36]. في ضوء الميزة البيئية لـ P. phaseoloides لاستعمار مواقع ما بعد التعدين بكفاءة، من الضروري فصل العوامل التي تشكل مجتمعات الجذور الفطرية المرتبطة بـ P. phaseoloides، مع الأخذ في الاعتبار فوائد استعادة الأراضي المتدهورة. وبالتالي، قمنا بالتحقيق في التنوع الوراثي وتكوين مجتمعات AMF في الجذور وجذور P. phaseolides التي تنمو في ظل ظروف التربة السائدة في مواقع ما بعد التعدين المهجورة والمضطربة للغاية في غانا. تم استخدام تسلسل الحمض النووي عالي الإنتاجية لتحليل مجتمعات AMF في تربة التعدين المتدهورة. تختلف الأساليب القائمة على الحمض النووي عن الأساليب المورفولوجية، التي تعتمد بشكل أساسي على تحديد البوغ، فهي تلتقط المعلومات الوراثية من الخيوط والجذور الفطرية والأبواغ [37]. افترضنا أنه نظرًا لإمكانات التكيف القوية لـ P. phaseolides في بيئات مختلفة، فإن هوية المضيف هي عامل دافع رئيسي لتشكيل مجتمعات AMF، ويفترض أنها أقوى من العوامل المحلية المتعلقة بالجغرافيا وظروف التربة. ثانياً، افترضنا أن القدرة العالية على التكيف مع P. phaseolides قد تنعكس في اختيار أنواع محددة من AMF من تربة الجذور. من خلال اختبار ذلك، فإن طموحنا الرئيسي هو سد فجوة في فهم الوضع البيئي لـ AMF في تربة التعدين المتدهورة وتوفير أساس علمي لتطوير الاستراتيجيات القائمة على AMF لاستعادة الأراضي المتدهورة. النتائج التسلسل العام والمهام التصنيفية في المجموع، تم الحصول على 2,312,972 قراءة أولية بمتوسط طول قراءة 301 نقطة أساس من تسلسل Illumina MiSeq®. خفضت مراقبة الجودة (درجات الجودة > 35) القراءات إلى 2,039,447 بتسلسل 271 نقطة أساس في المتوسط (أي تم تجاهل متوسط 11.8 ٪ من القراءات). تمت إزالة متغيرات تسلسل الأمبيليكون النادرة (ASV) بتردد أقل من 0.1 ٪ من متوسط عمق العينة (انظر الشرح في قسم "التحليل المعلوماتي الحيوي "). بعد إزالة ASV النادر (16.8 ٪)، بقي ما مجموعه 1,746,146 قراءة (المعلومات الداعمة: الجدول S2). تم تصفية التسلسلات غير الكبيبية وفقًا لقاعدة بيانات NCBI (انظر التفاصيل في قسم "التحليل المعلوماتي الحيوي ")، مما أدى إلى 195 ASV إلى شعبة الكبيبية للتحليل النهائي. من بينها، 102 ASV تنتمي إلى تربة الجذور وتم اكتشاف 72 ASV في الجذور، في حين أن 21 ASV تشترك في كل من مقصورات تربة الجذور والجذر (المعلومات الداعمة: الشكل S1). عيّن التحليل الوراثي 195 ASV إلى 8 أجناس: Acaulospora (72)، Rhizophagus (43)، Paraglomus (43)، Dominikia (16)، Claroideoglomus (7)، Funneliformis (7)، Septoglomus (4)، Diversispora (3). تم العثور على Acaulospora و Rhizophagus و Paraglomus و Septoglomus في كل من الجذور وتربة الجذور. تم اكتشاف Dominikia و Claroideoglomus فقط في تربة الجذور، في حين تم العثور على Funneliformis و Diversispora فقط في الجذور (الشكل 1A والمعلومات الداعمة: الشكل S2). الشكل 1 Open in Figure viewerPowerPoint الهيكل العام لمجتمعات الفطريات الجذرية الشجرية (AMF). (أ) توزيع جنس متغيرات تسلسل الأمبيليكون (ASV) باستخدام الوفرة النسبية لـ AMF المرتبطة بتربة وجذر الجذر. يتم عرض أحد عشر تربة جذرية و 14 عينة جذر في قضبان مكدسة منفصلة. يتم عرض الأجناس المختلفة بألوان مختلفة، ويتم تجميع الأجناس منخفضة الوفرة (<10 ٪) معًا (أخرى). يتم عرض الوفرة النسبية لكل جنس عبر الحجرات في المعلومات الداعمة: الشكل S2. (ب) تحليلات القياس اللاقياسي (NMDs) للمسافة المترية المرجحة لمجتمعات AMF. (ج) و (د) - تنوع العينات الميدانية. (ج) عدالة بيلو. (د) تنوع شانون: تمثل المربعات النطاق بين الربعين الخامس والسبعين والخامس والعشرين. يمثل الخط الموجود داخل المربع الوسيط. تمثل الشعيرات أدنى وأعلى القيم التي تمتد 1.5 من النطاق الربيعي. ع، عدم الدلالة. * الدلالة (p < 0.05 )؛ ** الدلالة (p < 0.001). يعرض تنوع ألفا لمنحنيات نادر AMF عدد التسلسلات، التي وصلت إلى تغطية كافية (تشبع) لتنوع AMF، كشرط جودة للتحليل النهائي (المعلومات الداعمة: الشكل S3). تم عرض مؤشرات التنوع ألفا وتم شرح الاختلافات الإحصائية لكلا الموقعين (Konongo، KN ؛ Bosome - Freho، BF) (الشكل 1 ج،د والمعلومات الداعمة: الشكل S4). في كلا الموقعين، لوحظ وجود عدد أكبر من ASV في تربة الجذور مقارنة بالجذور، على الرغم من أن هذا الاختلاف لم يكن كبيرًا (p > 0.05) (المعلومات الداعمة: الشكل S4A). ومع ذلك، في كلا الموقعين، كان تكافؤ وتنوع تربة الجذور أعلى من الجذور (p < 0.05) (الشكل 1 ج،د). كان ثراء ASV لتربة الجذور في BF أعلى منه في KG (p < 0.05)، في حين أن تكافؤ وتنوع ASV لم يكشف عن أي فرق بين الموقعين (البيانات غير معروضة). تم فصل تنوع بيتا (تكوين المجتمع) لتكوين AMF AMF بين الحجرتين بوضوح، ولكن ليس بين المواقع (الشكل 1 ب). بلغت قيمة الإجهاد لتحليل NMDs 0.09، مما يعكس التباين الكبير لمجتمعات AMF بين العوامل [38]. للتحقق من أهمية تحليل NMDS، تم فحص العوامل (حجرة المصنع، الموقع) باستخدام اختبار التباين متعدد المتغيرات التبديلي (MANOVA) (الشكل 1 ب). تشير النتائج إلى أن حجرة النبات كانت عاملاً حاسماً في تعديل تركيبة AMF (p < 0.05)، مما يفسر أكثر من 20 ٪ من التباين. ومع ذلك، لم يكن تأثير الموقع على تكوين AMF كبيرًا، مما يفسر 4 ٪ فقط من التباين (p > 0.05). العلاقة بين AMF وخصائص التربة تم تحليل العلاقة بين ثراء AMF (ASV الملحوظ) والتنوع (تنوع شانون) وخصائص التربة (المعلومات الداعمة: الجدول S3). كان لمحتويات الكالسيوم في التربة (Ca) ودرجة الحموضة في التربة ارتباطات سلبية مع كل من ثراء وتنوع AMF (p < 0.05). كان لمحتوى زنك التربة (Zn) علاقة سلبية فقط مع ثراء AMF (p < 0.05). تم إجراء تحليل التكرار القائم على المسافة (db - RDA) لفحص تأثير خصائص التربة على تكوين AMF. تشير النتائج إلى أن خصائص التربة لم يكن لها أي تأثير على تكوين AMF (p > 0.05) (المعلومات الداعمة: الجدول S4). الاختلافات في مجتمعات AMF بين مقصورات النبات مع تحليل DeSeq2، وجد أن 12 ASV أكثر وفرة في تربة الجذر مقارنة بعينات الجذر، في حين أن 7 ASV كانت أكثر وفرة في حجرة الجذر مقارنة بتربة الجذر (الشكل 2 أ). في حجرة الجذر، كانت ASV مرتبطة بجنسين: Rhizophagus (4) و Paraglomus (3). في تربة الجذور، تم تعيين ASV إلى Acaulospora (5)، Paraglomus (4)، Dominikia (2) و Claroideoglomus (1). تحتوي شبكة تربة الجذور على عقد وحواف أكثر (123 عقدة، 948 حافة) من شبكة حجرة الجذر (86 عقدة، 468 حافة). كان مؤشر النمطية (تربة الجذور: 0.78 ؛ الجذر: 0.79) أعلى من 0.4، مما يشير إلى بنية شبكة معيارية [39]. بلغ متوسط درجات تربة وجذر الجذر 17.6 و 10.9 على التوالي، وكان متوسط معامل التجميع 0.84 لتربة الجذر و 0.95 للجذر. يتم سرد النتائج التفصيلية لشبكات التكرار في المعلومات الداعمة: الجدولان S5 و S6. بناءً على تحليل الشبكة، تم تحديد ASV230 (Acaulospora) و ASV238 (Rhizophagus) كأصناف رئيسية للتربة الجذرية وحجرة الجذر، على التوالي (الشكل 2 ب والمعلومات الداعمة: الجدولان S5 و S6). الشكل 2 Open in Figure viewerPowerPoint الاختلافات بين متغيرات تسلسل الأمبليكون (ASV) وتحديد أصناف حجر الأساس. (أ) مخطط DeSeq2 يوضح الفرق بين متغيرات تسلسل الأمبليكون (ASV) بين حجرتين النبات. تمثل الألوان المختلفة أجناسًا مختلفة، وتمثل أحجام النقاط المختلفة قيمًا متوسطة مختلفة، بعد التطبيع من خلال DeSeq2. (ب) شبكة التكرار في تربة الجذور وحجرة الجذر. تمثل كل عقدة ASV واحدة مصنفة حسب الجنس. تم التحقق من العقدة من خلال ارتباط قوي (معامل تصحيح سبيرمان R > 0.6) ومعنوي (pFDR < 0.05). يرتبط حجم كل عقدة بعدد الاتصالات، بينما تعرض العقد التي لها نفس اللون نفس الوحدة. يرتبط سمك كل اتصال بين عقدتين بقوة معامل ارتباط سبيرمان. مناقشة أظهرت نتائجنا أن جذر النبات الرائد P. phaseoloides كشف عن ثراء وتنوع ASV أقل لـ AMF من تربة الجذور المصاحبة، وهي نتيجة تتماشى مع الأنواع النباتية الأخرى [15، 16]. وهذا يؤكد الرأي العام القائل بأن تربة الجذور توفر خزانًا مهمًا لـ AMF للنباتات، والتي لا تجند منها النباتات سوى نسبة في وقت معين [40]. والأهم من ذلك، أن حجرة النبات من P. phaseoloides تمارس، بغض النظر عن الموقع الجغرافي أو مصدر الميكروبيوم، تأثيرًا قويًا على تحول الاتحادات الميكروبية، مما يشير إلى تفضيل انتقائي لـ AMF المرتبط. وقد تبين أن المسافة الجغرافية كان لها تأثير صغير على مجتمعات AMF، لأن نوع نبات واحد في الأراضي الزراعية قد يؤدي إلى تجانس مجتمعات AMF على مسافة معينة [41]. علاوة على ذلك، فإن تجزئة المضيف للمجتمعات الميكروبية تسهل الانفصال عن آثار تجزئة الموائل [42]. في دراستنا، تلعب P. phaseoloides دورًا مهمًا في تشكيل مجتمعات AMF، وبالتالي تغلبت على العوامل الجغرافية. ومع ذلك، فإن التكافل بين النباتات و AMF يعتبر عمومًا غير محدد [43]، والذي يعزو العدد الصغير من أنواع AMF المميزة (~300) مقارنة بأنواع النباتات (~300,000) [44]. ومع ذلك، هناك أدلة على أن تفضيل جمعيات نبات AMF كان موجودًا في النظم الإيكولوجية المختلفة [13، 14، 44]. بصرف النظر عن إطلاق إفرازات الجذور الكربونية التي تؤدي إلى التكافل الأكثر تفضيلاً [45]، تم الاعتراف بظروف التربة لتعديل قدرة النباتات على جذب AMF المختارة [46]. أظهرت نتائجنا أن ظروف التربة لم يكن لها تأثير كبير على تكوين AMF. يبدو أن هذا الاختلاف مرجح بسبب التنظيم القوي لمضيف النبات على تجمع أنواع الجذور عبر الإفرازات الجذرية، وبالتالي إخفاء ظروف التربة في هيكلة مجتمعات AMF للتربة. تمشيا مع دراسات أخرى، ثبت أن النبات المضيف يمارس انتقائية أقوى بكثير لاستعمار AMF للجذور من ظروف التربة السائدة [13، 47، 48]. وهذا يؤكد مفهوم التجميع المجتمعي المعترف به لـ AMF، حيث كان مرشح المضيف حاسمًا لتجميع AMF داخل المصنع [7]. من ناحية أخرى، تم الكشف عن تأثير ظروف التربة على ثراء وتنوع AMF. أولاً، ارتبط ثراء وتنوع AMF سلبًا بدرجة حموضة التربة، كما لوحظ في مواقف أخرى [8، 16، 49]. يتحكم الرقم الهيدروجيني للتربة في ثراء وتنوع AMF من خلال التأثير على توافر المغذيات والأيونات [50]. وبالتالي، وجدنا أن محتوى زنك التربة (Zn) يرتبط بثراء AMF ولكن ليس التنوع، في حين أن الكالسيوم في التربة (Ca) يرتبط بكل من ثراء AMF وتنوعه. كلا المغذيات تسهل عمليات التمثيل الغذائي للنبات، ويدعم امتصاصها AMF [51]. من المعروف أن مستويات التربة المرتفعة من الزنك يمكن أن تؤثر سلبًا على وفرة وتكوين AMF في التربة الملوثة [52، 53]، في حين أظهرت دراسات أخرى أن الزنك يمكن أن يؤثر على تنوع AMF وثرائه في النظم الإيكولوجية غير الملوثة [8، 16، 54]. تم تفسير هذه النتائج غير المتسقة على الأرجح بالاختلافات في نوع النظام البيئي وهيكله. من ناحية أخرى، لا تتوفر سوى معلومات محدودة حول تأثير CA على تنوع وتكوين AMF. الكالسيوم ليس فقط من المغذيات، ولكنه يعتبر أيضًا رسولًا يبدأ الاتصال بين النباتات و AMF [55]. ستكون هناك حاجة إلى مزيد من البحث لاستكشاف تأثير CA على تنوع وتكوين AMF في ظل الظروف البيئية المعطاة لدراستنا. على الرغم من أن درجة الحموضة والزنك والكالسيوم كان لها تأثير كبير على ثراء و/أو تنوع AMF في دراستنا، إلا أنها لم تحدث فرقًا كبيرًا من حيث التجمع المجتمعي. كما دعمت بياناتنا مفهوم تفضيل المضيف، وكشفت لأول مرة عن نوعين رئيسيين مختلفين وفيرين للغاية من AMF في قسمين نباتيين متميزين: Rhizophagus في الجذور و Acaulospora في تربة الجذور، المرتبطة بنوع نبات واحد (أي P. phaseoloides). أفيد أن الأصناف الرئيسية ذات الوفرة العالية لها مساهمات حيوية للحفاظ على أداء النظام الإيكولوجي [56]. قد ينطبق هذا أيضًا على Rhizophagus، الذي يوجد بكثرة عالية في حجرة جذر P. phaseoloides. Rhizophagus هو نوع سريع النمو بشكل عام (استراتيجية r)، وبناءً على سماته الظاهرية، تم تصنيفه على أنه "منافس" في نظام تصنيف تاريخ الحياة [57]. وبالتالي، قد يكون لدى Rhizophagus ميزة تنافسية لاحتلال مكانة الجذر بكفاءة مع الوصول الفوري إلى الموارد المشتقة من النباتات. علاوة على ذلك، تفضل النباتات تقديم المزيد من الكربون إلى المتكافلات المفيدة [21، 22]، مثل Rhizophagus، والتي قد تساعد النباتات على النجاح في الظروف البيئية القاسية لمواقع التعدين المهجورة. فيما يتعلق باستعمار النظم الإيكولوجية المتدهورة (على سبيل المثال، مواقع التعدين المهجورة)، اقترح أن ما يسمى بأنواع "مؤسس AMF" قد تستفيد من هذا الكربون المشتق من النباتات لاستعمار جذور النباتات في المرحلة المبكرة من التعاقب البيئي [58]. وفقًا لذلك، فإن هذه الميزة البيئية من شأنها أن تتفوق على ما يسمى "المتأخرين في AMF"، مما يفيد من انتشار Rhizophagus عبر التربة من خلال استعمار الجذور المشكلة حديثًا. الأهم من ذلك، تم التعرف على Rhizophagus كنوع مهيمن من AMF يدعم النباتات في المراحل المبكرة من تطور النمو في النظام الزراعي [41، 59]. قد يكون هذا صحيحًا أيضًا بالنسبة للنظم الإيكولوجية المتدهورة. في الواقع، تم اعتبار Rhizophagus صنفًا وفيرًا بشكل بارز، حيث تم العثور عليه في أنواع وبيئات مضيفة متنوعة (المعلومات الداعمة: الجدول S1). ومع ذلك، أشار التحليل التلوي الوراثي لمعظم أصناف AMF الوفيرة عبر النظم الإيكولوجية المختلفة، مثل Rhizophagus، إلى أنها لا تملك بالضرورة نفس البنية الوراثية للسلالة [60]. من ناحية أخرى، Acaulospora هو نوع بطيء النمو (استراتيجية k) وقدم الإطار القائم على السمات Acaulospora على أنه AMF "مقاوم للإجهاد" [57]. ومع ذلك، كان يُعتقد أن AMF المتحمل للإجهاد يوفر فائدة متأخرة لمضيفه، مصحوبة بطلب مفرط على الكربون من مضيفه [57]. لذلك، اقترحت دراستنا أن الجذور الوفيرة في جذور P. phaseoloides كانت نتيجة تطابق وظيفي جيد بين كلا الشريكين في هذا النظام البيئي المتدهور. قدمت نتائجنا رؤى جينية أساسية لمجتمعات AMF المرتبطة بالنبات الرائد P. phaseoloides الذي يستعمر مواقع التعدين المهجورة في غانا. أظهرت دراستنا أن ظروف التربة الجغرافية والسائدة لم تؤثر إلا بشكل كبير على ثراء وتنوع AMF، ولكن ليس على تكوين مجتمع AMF. بدلاً من ذلك، أوضحت حجرة النبات إلى حد كبير الاختلافات في تكوين AMF، مع وجود نوعين وظيفيين مختلفين في حيزين نباتيين متميزين (أي Acaulospora في تربة الجذور ؛ Rhizophagus في الجذر). هذا يعني أن P. phaseoloides لديها انتقائية قوية لأنواع AMF، بغض النظر عن ظروف التربة، مما يؤكد على اللدونة البيئية للمضيف في اختيار AMF. استندت الدراسة الحالية إلى أخذ عينات من نقطة واحدة. وبالتالي، من أجل الفهم الكامل للآثار البيئية لمجتمعات AMF في النظم الإيكولوجية المتدهورة، فإن إجراء المزيد من الدراسات، بما في ذلك مجموعة أوسع من مواقع التعدين المهجورة ذات الظروف البيئية المتميزة والنظر في العديد من وكلاء AMF (أي كثافة الأبواغ والخيوط داخل الجذور وخارجها) عبر مواسم مختلفة، من شأنه أن يوفر نظرة أعمق على مرونة واستجابة حجرة AMF بالاشتراك مع P. phaseoloides، كأساس إيكولوجي مناسب لاستعادة النظم الإيكولوجية المتدهورة. طرق وصف الموقع وأخذ العينات تم جمع عينات التربة والجذر في خمسة مواقع مهجورة لتعدين الذهب موزعة على موقعين (مسافة 45 كم) في منطقة أشانتي (غانا) في أكتوبر 2019. كانت هناك ثلاثة مواقع في كونونغو (KN، 6°37′ N، 1°14′ E) وموقعان في بوسوم فريهو (BF، 6°25′ N، 1°18′ E) (الشكل 3 أ). في كل موقع، كانت جميع مواقع التجميع على مسافة لا تقل عن 50 مترًا بين بعضها البعض. كان لكلا الموقعين ظروف مناخية متشابهة (المعلومات الداعمة: الجدول S7)، لكنهما اختلفا في خصائص التربة الفيزيائية والكيميائية (المعلومات الداعمة: الجدول S8). في كل موقع، تم اختيار ثلاثة أفراد نباتيين منفصلين مكانيًا من P. phaseoloides بمسافة 1.5 متر عن بعضهم البعض عشوائيًا لضمان استقلالية العينات [54]. تم حفر النباتات بأكملها ذات التربة (بعرض حوالي 10 سم وعمق 20 سم) ووضعها في أكياس بولي ونقلها في صناديق تبريد. تم الحفاظ على أنظمة الجذر السليمة (كرات الجذر) عند 4 درجات مئوية [61]، مما يسمح للعينات بأن تكون في حالة شبه طبيعية قبل الشحن إلى ألمانيا (جامعة هوهنهايم، شتوتغارت). عند الوصول، تم حفظ العينات عند 4 درجات مئوية لمزيد من المعالجة. الشكل 3 افتح في عارض الأشكالمواقع أخذ العينات من PowerPoint وطرق أخذ العينات. (أ) مواقع أخذ العينات عبر منطقتين داخل منطقة أشانتي في غانا. (ب) طرق أخذ العينات لجمع عينات الجذريات والجذور. معالجة العينات تمت معالجة العينات وفقًا للبروتوكول [62]، مع تعديلات طفيفة (الشكل 3 ب). تمت إزالة التربة السائبة من الجذور عن طريق الاهتزاز الناعم وإخضاعها للتحليل الفيزيائي الكيميائي (المعلومات الداعمة: الجدول S8). ثم تم استئصال 10–12 جذرًا لكل نبات بطول 5–8 سم. تم غسل الجذور المستأصلة باستخدام 35 مل من المادة العازلة للفوسفات الممزوجة بـ 200 جم من اللتر−1 توين-20 لفصل تربة الجذور عن الجذور. تم نقل الجذور إلى أنبوب فالكون جديد (50 مل) بعد إجراءات التطهير: (1) تمت معالجة عينات الجذر بـ 35 مل من 50 ٪ من المبيض الممزوج بـ 0.01 ٪ Tween -20 لمدة 1 دقيقة ؛ (2) تم استبدال الطور السائل بـ 35 مل من 70 ٪ من الإيثانول لمدة 1 دقيقة ؛ (3) تم شطف عينات الجذر 5 مرات بالماء المعقم ؛ (4) تم تجفيف الجذور المغسولة على ورق ترشيح معقم. بعد ذلك، تم تقطيع الجذور إلى قطع صغيرة باستخدام ملقط معقم ومقص تقليم، وحفظها عند -20درجة مئوية لاستخراج الحمض النووي. تمت معالجة الأنابيب التي تحتوي على تربة الجذور على النحو التالي: (1) تم ترشيح العينات (مصفاة خلايا شبكية معقمة 100 ميكرومتر) في أنبوب جديد سعة 50 مل ؛ (2) تم طرد العينات مركزيًا (3000 جم، 5 دقائق، درجة حرارة الغرفة [RT]) وتمت إزالة المادة الطافية ؛ (3) تم تبريد الأنابيب على الجليد وإضافة 1.5 مل من محلول الفوسفات المعقم، تليها الدوامة ؛ (4) تم نقل المرحلة المعلقة إلى أنبوب نظيف سعة 2 مل وتم طرد العينات مركزيًا (15,871 جم، دقيقتان، RT). أخيرًا، تمت إزالة المادة الطافية وتم الحفاظ على حبيبات تربة الجذور عند -20درجة مئوية لاستخراج الحمض النووي. تسلسل الأمبيليكون لاستخراج الحمض النووي، تم استخدام 0.1 جم من الجذور المجمدة لكل عينة متجانسة في السائل N، و 0.5 جم من تربة الجذور المتجمدة. تم استخراج الحمض النووي باستخدام مجموعة نباتات Fast DNA® spin (MP Biomedicals). لتحسين كمية ونوعية الحمض النووي لتربة الجذور، تمت إضافة 30 ملغ بولي فينيل بولي بيروليدون (Thermo Fisher Scientific) قبل إضافة العازل [63]. تم قياس تركيز الحمض النووي بواسطة مقياس الطيف الضوئي NanoDrop 2000 (Thermo Fisher Scientific). تم تحضير محاليل عمل الحمض النووي للجذر (تخفيف 10 أضعاف) وتربة الجذور (5 نانوغرام ميكرولتر-1) بالماء المقطر المزدوج، ثم تخزينها عند -20درجة مئوية للتحليل اللاحق. تم إنتاج الأمبليكون من الكبيبات مع تفاعل البوليميراز المتسلسل المتداخل. استخدم PCR الأول البرايمر NS31 [64] و AMDGR [65]. يتألف كل تفاعل البوليميراز المتسلسل (20 ميكرولتر) من 1 ميكرولتر من محلول عمل الحمض النووي، و 0.2 ميكرومتر من كل مادة تمهيدية، و 0.2 ميكرومتر من كل ثلاثي فوسفات الديوكسينوكليوزيد (dNTP)، و 1.5 ميكرومتر من MgCl2 و 1 U Taq DNA polymerase (Promega GmbH). تم تشغيل التفاعلات على جهاز التدوير الحراري PeQSTAR (VWR International GmbH، Bruchsal، Germany) باستخدام الشروط التالية: تغيير أولي لمدة 3 دقائق عند 95 درجة مئوية، تليها 35 دورة من 95 درجة مئوية لمدة 30 ثانية، و 56درجة لمدة 30 ثانية، و 72 درجة مئوية لمدة 30 ثانية. تم الانتهاء من ردود الفعل مع 72 درجة مئوية لمدة 3 دقائق. تم إجراء تفاعل البوليميراز المتسلسل الثاني المتداخل مع البادئات الخاصة بـ AMF AMV4.5NF و AMDGR [65] الموسومة بمحولات Illumina، مما أسفر عن أمبليكون يبلغ حوالي 300 نقطة أساس. تم استخدام واحد ميكرولتر من 1:10 أمبليكون مخفف من تفاعل البوليميراز المتسلسل الأول في تفاعل البوليميراز المتسلسل الثاني في تفاعلات 30 ميكرولتر، مع تطبيق نفس شروط تشغيل تفاعل البوليميراز المتسلسل كما هو مذكور أعلاه، باستثناء أنه تم تقليل وقت التلدين إلى 20 ثانية. تم التحقق من الأمبليكون بواسطة الرحلان الكهربائي لهلام الأغاروز بنسبة 1.5 ٪. بعد ذلك، تم تقديم 25 ميكرولتر من الأمبيليكون مع محولات Illumina إلى شركة Eurofins Genomics Europe Sequencing GmbH. قامت شركة يوروفينس جينوميكس (Eurofins Genomics) ببناء المكتبة والتحقق من جودتها. تم استخدام Illumina MiSeq للتسلسل مع وضع تسلسل 2 × 300 (Eurofins Genomics). تم إيداع التسلسلات الأولية في أرشيف تسلسل الجينوم [66] تحت رقم انضمام المشروع الحيوي PRJ011089. تم تقليم سلاسل التحليل المعلوماتي الحيوي لاستبعاد تسلسلات التمهيدي وتصفية الجودة مع درجات الجودة > 35 في خطوة أولية [18]. تمت إزالة متغيرات تسلسل الأمبيليكون النادرة (ASV)، بتردد أقل من 0.1 ٪ من متوسط عمق التسلسل. كما ذكرت Illumina أن 0.1 ٪ من القراءات على الأرجح بسبب نزيف MiSeq بين الجولات (https://github.com/LangilleLab/microbiome_helper/wiki/Amplicon-SOP-v2- (qiime2-2020.2)). تم إجراء التحديد التصنيفي لكل ASV وفقًا لبروتوكول ستيفاني مع تعديل طفيف [18]. أولاً، تم تحديد كل ASV<br/>iMetaVolume 1, Issue 4 e51 CommentaireOpen Access Genetic diversity and community composition of arbuscular mycorrhizal fungi associated with root and rhizosphere soil of the pioneer plant Pueraria phaseoloides Yaqin Guo, Yaqin Guo orcid.org/0000-0003-1223-3509 Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institute of Agricultural Sciences in the Tropics (Hans-Ruthenberg-Institute), University of Hohenheim, Stuttgart, GermanyRecherche d'autres articles de cet auteurQicheng Bei, Qicheng Bei Department of Soil Ecology, Helmholtz Center for Environmental Research - UFZ, Leipzig, GermanyRecherche d'autres articles de cet auteurBeloved Mensah Dzomeku, Beloved Mensah Dzomeku Department of Horticulture, CSIR - Crops Research Institute, Kumasi, GhanaRechercher d'autres articles de cet auteurKonrad Martin, Konrad Martin Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institute of Agricultural Sciences in the Tropics (Hans-Ruthenberg-Institute), University of Hohenheim, Stuttgart, GermanyRechercher d'autres articles de cet auteurFrank Rasche, Correspondant Author Frank Rasche [email protected] orcid.org/0000-0002-2202-851X Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institute of Agricultural Sciences in the Tropics (Hans-Ruthenberg-Institute), University of Hohenheim, Stuttgart, Germany Correspondance : Frank Rasche, Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institut des sciences agricoles sous les tropiques (Institut Hans-Ruthenberg), Université de Hohenheim, Stuttgart 70593, Allemagne. Email : [email protected]Rechercher d'autres articles de cet auteur Yaqin Guo, Yaqin Guo orcid.org/0000-0003-1223-3509 Département d'agronomie dans les tropiques et les subtropiques, Institut des sciences agricoles dans les tropiques (Institut Hans-Ruthenberg), Université de Hohenheim, Stuttgart, AllemagneRecherche d'autres articles de cet auteurQicheng Bei, Département d'écologie du sol Qicheng Bei, Centre Helmholtz pour la recherche environnementale - UFZ, Leipzig, AllemagneRecherche d'autres articles de cet auteurBeloved Mensah Dzomeku, Beloved Mensah Dzomeku Département d'horticulture, CSIR - Institut de recherche sur les cultures, Kumasi, GhanaRecherche d'autres articles de cet auteurKonrad Martin, Konrad Martin Département d'agronomie dans les tropiques et les subtropiques, Institut des sciences agricoles dans les tropiques (Institut Hans-Ruthenberg), Université de Hohenheim, Stuttgart, AllemagneRecherche d'autres articles de cet auteurFrankasche, Corresponding Frank Rasche [email protected] orcid.org/0000-2202-851 Département d'agronomie dans les tropiques et les sciences subtropiques, Institut d'agronomiques (Institut Hans-Ruthenberg), Université de Hohenberg, Correspondance, AllemagneRecherche, AllemagneRechercherche d'autres articles de cet auteurFrankasche Rasche, Allemagne. Email : [email protected]Rechercher d'autres articles de cet auteur Première publication : 30 septembre 2022 https://doi.org/10.1002/imt2.51Citations : 1AboutSectionsPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favoritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full-text accessPlease review our Terms and Use and check box below to share full-text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Use ConditionsShareable LinkUse the link below to share a full-text version of this article with your friends and colleagues. En savoir plus.Copy URL Share a linkShare onFacebookTwitterLinkedInRedditWechat Graphical Abstract La plante pionnière Pueraria phaseoloides a eu un fort effet de modulation sur les communautés de champignons mycorhiziens arbusculaires (AMF). Indépendamment de la situation géographique, la composition communautaire de l'AMF dans le sol de la rhizosphère différait de celle de la racine. L'analyse du réseau de co-occurrence a révélé deux espèces clés de l'AMF dans le sol de la rhizosphère (Acaulospora) et les racines (Rhizophagus) de P. phaseoloides. Vidéo fournie par l'auteur Diversité génétique et composition communautaire des champignons mycorhiziens arbusculaires associés au sol racinaire et rhizosphérique de la plante pionnière Pueraria phaseoloides par Guo et al. INTRODUCTION Les champignons mycorhiziens arbusculaires (FMA) assurent la survie des plantes en facilitant l'accès à des ressources limitées, en particulier dans les écosystèmes dégradés [1], jouant ainsi un rôle crucial dans le maintien des processus et des fonctions des écosystèmes [2-4]. La composition, la diversité et l'abondance des communautés AMF dépendent de plusieurs facteurs. Par exemple, la méta-analyse a révélé que l'AMF présente des schémas biogéographiques à l'échelle mondiale [5]. À l'échelle locale, il a été démontré que les facteurs pédologiques et biogéographiques déterminaient les communautés AMF [6]. De nombreuses études ont prouvé que les conditions du sol déterminent également la diversité et la composition des CMA (Informations complémentaires : Tableau S1). Cependant, l'AMF a une réponse idiosyncratique aux conditions du sol, et il n'y a pas de consensus sur leur importance relative [7]. Plusieurs études ont montré que le pH du sol est un facteur important pour déterminer les communautés AMF [8, 9]. Il a également été rapporté qu'un niveau plus élevé de phosphore (P) limitait la diversité des CMA [10] ; mais une autre étude a montré que la texture du sol, plutôt que le pH ou le P, affecte la composition des CMA dans un sol agricole [11]. Cette divergence peut être le résultat d'avoir ciblé différents écosystèmes, plantes hôtes et types d'échantillons (Informations complémentaires : Tableau S1). Plus important encore, les plantes exercent de forts effets sur la diversité et la composition de leur AMF asscociée [12, 13], mais la spécificité de l'association entre l'hôte végétal et les taxons AMF est généralement faible [14]. En outre, les mêmes espèces végétales peuvent révéler des différences dans les communautés AMF entre les compartiments végétaux, c'est-à-dire le sol racinaire et rhizosphérique [15-18]. L'AMF a été classée en différents groupes fonctionnels en fonction de l'allocation de la biomasse, c'est-à-dire la guilde rhizophile et la guilde édaphophile [19]. On pense que la guilde rhizophile alloue plus de biomasse mycorhizienne arbusculaire (MA) aux racines que le sol, comme le Rhizophage ; tandis que la guilde édaphophile alloue plus de biomasse MA au sol que les racines, comme l'Acaulospora. Cependant, il faut faire preuve de prudence lors de la classification des familles AMF en guildes, en raison des différentes technologies utilisées [20]. En outre, les plantes pourraient affecter la richesse de l'AMF en fournissant plus de carbone aux symbiotes bénéfiques, ce qui pourrait faciliter la concurrence avec les autres [21, 22]. En particulier dans les écosystèmes dégradés, les espèces « fondatrices de l'AMF » pourraient bénéficier du carbone d'origine végétale pour coloniser les racines des plantes, surpassant ainsi les « retardataires de l'AMF », entraînant ainsi des différences entre les sols racinaires et rhizosphériques [23]. Ainsi, la compréhension de la mesure dans laquelle divers facteurs modulent l'abondance, la diversité et la colonisation racinaire sélective de l'AMF (c'est-à-dire la différenciation de niche) est essentielle non seulement pour le maintien des processus écologiques dans les agroécosystèmes [24, 25], mais aussi pour faciliter la restauration des écosystèmes dégradés [26-28]. L'AMF a été vérifiée en tant que micro-organismes pionniers dans les dunes de sable [29], les plaines inondables fluviales [30] et les zones volcaniques [31]. Bien que le rôle de l'AMF ait été étudié de manière intensive dans différents écosystèmes avec différentes espèces végétales (Informations complémentaires : Tableau S1), la diversité et les communautés de l'AMF en association avec des plantes pionnières dans des écosystèmes fortement dégradés restent largement inexplorées. Il s'agit notamment des sites post-miniers [32], que l'on trouve fréquemment en Afrique de l'Ouest. Cela est particulièrement vrai pour le Ghana, qui est le plus grand producteur d'or en Afrique, et le sixième plus grand producteur au monde [33]. Avec un taux de 2600 hectares par an, la végétation naturelle au Ghana a été intensivement convertie en sites miniers aurifères [34]. Après l'exploitation minière en surface, la terre est généralement laissée à l'abandon et exempte de végétation, offrant un espace pour la colonisation par des plantes pionnières. Au Ghana, Pueraria phaseoloides (Roxb.) Benth. (kudzu tropical), une légumineuse vivace fixant l'azote, a été trouvée comme une espèce végétale pionnière qui colonise vigoureusement les sites post-miniers (Y. Guo, communication personnelle, 2019). Cela a été observé de la même manière en Indonésie [35]. On pourrait supposer qu'une telle colonisation réussie et une telle adaptation potentielle à diverses conditions du site sont renforcées par la symbiose avec l'AMF. Cette hypothèse est rationalisée par une étude antérieure, révélant que P. phaseoloides n'a pas réussi à s'établir sans la présence d'AMF symbiotique [36]. Compte tenu de l'avantage écologique de P. phaseoloides à coloniser efficacement les sites post-miniers, il est impératif de démêler les facteurs qui façonnent les communautés mycorhiziennes associées à P. phaseoloides, en tenant compte des avantages pour la restauration des terres dégradées. Par conséquent, nous avons étudié la diversité génétique et la composition des communautés AMF dans la rhizosphère et les racines de P. phaseolides poussant dans les conditions de sol dominantes sur des sites post-miniers abandonnés et fortement perturbés au Ghana. Le séquençage de l'ADN à haut débit a été utilisé pour analyser les communautés AMF dans les sols miniers dégradés. Différentes des méthodes morphologiques, qui reposent principalement sur l'identification des spores, les approches basées sur l'ADN capturent l'information génétique des hyphes, des racines mycorhiziennes et des spores [37]. Nous avons émis l'hypothèse qu'en raison du fort potentiel d'adaptation de P. phaseolides dans différents environnements, l'identité de l'hôte est un facteur moteur majeur qui façonne les communautés AMF, probablement plus fort que les facteurs locaux liés à la géographie et aux conditions du sol. Deuxièmement, nous avons émis l'hypothèse que la grande adaptabilité de P. phaseolides peut se refléter dans la sélection d'espèces spécifiques de l'AMF à partir du sol de la rhizosphère. En testant cela, notre principale ambition est de combler une lacune dans la compréhension de l'état écologique de l'AMF dans les sols miniers dégradés et de fournir une base scientifique pour l'élaboration de stratégies basées sur l'AMF pour la restauration des terres dégradées. RÉSULTATS Séquençage global et assignations taxonomiques Au total, 2 312 972 lectures brutes ont été obtenues avec une longueur de lecture moyenne de 301 pb à partir du séquençage Illumina MiSeq®. Le contrôle de la qualité (scores de qualité > 35) a réduit les lectures à 2 039 447 avec des séquences de 271 pb en moyenne (c'est-à-dire qu'une moyenne de 11,8 % des lectures a été rejetée). Les variants de séquence d'amplicon (ASV) rares avec une fréquence inférieure à 0,1% de la profondeur moyenne de l'échantillon ont été supprimés (voir explication dans la section « Analyse bioinformatique »). Après l'élimination de l'ASV rare (16,8 %), il restait un total de 1 746 146 lectures (informations complémentaires : tableau S2). Les séquences non-Glomeromycota ont été filtrées selon la base de données NCBI (voir détails dans la section « Analyse bioinformatique »), donnant 195 ASV au phylum Glomeromycota pour analyse en aval. Parmi eux, 102 ASV appartenaient au sol de la rhizosphère et 72 ASV ont été découverts dans les racines, tandis que 21 ASV partageaient les deux compartiments du sol de la rhizosphère et des racines (Informations complémentaires : Figure S1). L'analyse phylogénétique a attribué 195 ASV à 8 genres : Acaulospora (72), Rhizophagus (43), Paraglomus (43), Dominikia (16), Claroideoglomus (7), Funneliformis (7), Septoglomus (4), Diversispora (3). Acaulospora, Rhizophagus, Paraglomus et Septoglomus ont été trouvés à la fois dans les racines et dans le sol de la rhizosphère. Dominikia et Claroideoglomus n'ont été détectés que dans le sol de la rhizosphère, tandis que Funneliformis et Diversispora n'ont été trouvés que dans les racines (Figure 1A et informations complémentaires : Figure S2). Figure 1Open in figure viewerPowerPoint La structure globale des communautés de champignons mycorhiziens arbusculaires (FMA). (A) Distribution de genre des variants de séquence d'amplicon (ASV) en utilisant l'abondance relative de l'AMF associée au sol et aux racines de la rhizosphère. Onze sols de rhizosphère et 14 échantillons de racines sont affichés dans des barres empilées séparées. Différents genres sont affichés dans différentes couleurs, et les genres à faible abondance (<10%) sont regroupés (autres). L'abondance relative de chaque genre dans les compartiments est affichée dans Informations complémentaires : Figure S2. (B) Analyses de mise à l'échelle dimensionnelle non métrique (NMD) de la distance métrique pondérée des communautés AMF. (C) et (D) α-diversité des échantillons de terrain. (C) La régularité de Pielou. (D) Diversité de Shannon. Les cases représentent la fourchette entre les 75e et 25e quartiles. La ligne dans la boîte représente la médiane. Les moustaches représentent les valeurs les plus basses et les plus élevées s'étendant sur 1,5 de l'intervalle interquartile. NS, non-significance. * Significance (p < 0,05) ; ** Significance (p < 0,001). La diversité alpha des courbes de Rarefaction de l'AMF affiche le nombre de séquences, qui ont atteint une couverture adéquate (saturation) de la diversité de l'AMF, comme exigence de qualité pour l'analyse en aval (Informations complémentaires : Figure S3). Les indices de diversité α ont été affichés et les différences statistiques ont été annotées pour les deux emplacements (Konongo, KN ; Bosome-Freho, BF) (Figure 1C,D et informations complémentaires : Figure S4). Aux deux endroits, plus d'ASV ont été observés dans le sol de la rhizosphère que dans les racines, bien que cette différence ne soit pas significative (p > 0,05) (Informations complémentaires : Figure S4A). Aux deux endroits, la régularité et la diversité du sol de la rhizosphère étaient cependant plus élevées que dans les racines (p < 0,05) (Figure 1C,D). La richesse en ASV du sol de la rhizosphère dans BF était plus élevée que dans KG (p < 0,05), tandis que la régularité et la diversité des ASV n'ont révélé aucune différence entre les deux emplacements (données non présentées). Diversité bêta (composition de la communauté) de la composition de l'AMF La composition de l'AMF entre les deux compartiments a été clairement séparée, mais pas entre les emplacements (Figure 1B). La valeur de stress DE l'analyse NMDS était de 0,09, reflétant la variation significative des communautés AMF parmi les facteurs [38]. Pour vérifier l'importance DE l'analyse NMDS, les facteurs (compartiment de la plante, emplacement) ont été examinés plus en détail à l'aide du test d'analyse multivariée de la variance (MANOVA) (Figure 1B). Les résultats indiquent que le compartiment végétal était un déterminant crucial pour moduler la composition de l'AMF (p < 0,05), expliquant plus de 20% de la variation. Cependant, l'effet de la localisation sur la composition de l'AMF n'était pas significatif, n'expliquant que 4% de la variation (p > 0,05). Relation de l'AMF avec les caractéristiques du sol La relation entre la richesse de l'AMF (ASV observée) et la diversité (diversité de Shannon) et les caractéristiques du sol a été analysée (Informations complémentaires : Tableau S3). Les teneurs en calcium du sol (Ca) et le pH du sol avaient des corrélations négatives avec la richesse et la diversité de l'AMF (p < 0,05). La teneur en zinc du sol (Zn) n'avait qu'une corrélation négative avec la richesse en AMF (p < 0,05). Une analyse de redondance basée sur la distance (db-RDA) a été réalisée pour examiner l'influence des caractéristiques du sol sur la composition de l'AMF. Les résultats indiquent que les caractéristiques du sol n'ont eu aucun effet sur la composition de l'AMF (p > 0,05) (Informations complémentaires : Tableau S4). Différences dans les communautés AMF entre les compartiments végétaux Avec l'analyse de DeSeq2, 12 ASV se sont révélés plus abondants dans le sol de la rhizosphère que dans les échantillons de racines, alors que 7 ASV étaient plus abondants dans le compartiment racinaire que dans le sol de la rhizosphère (Figure 2A). Dans le compartiment racinaire, les ASV étaient affiliés à deux genres : Rhizophagus (4) et Paraglomus (3). Dans les sols de la rhizosphère, les ASV ont été attribués à Acaulospora (5), Paraglomus (4), Dominikia (2) et Claroideoglomus (1). Le réseau du sol de la rhizosphère avait plus de nœuds et d'arêtes (123 nœuds, 948 arêtes) que le réseau de compartiments racinaires (86 nœuds, 468 arêtes). L'indice de modularité (sol rhizosphérique : 0,78 ; racine : 0,79) était supérieur à 0,4, indiquant une structure de réseau modulaire [39]. Les degrés moyens du sol de la rhizosphère et des racines étaient de 17,6 et 10,9, respectivement, et le coefficient de regroupement moyen était de 0,84 pour le sol de la rhizosphère et de 0,95 pour les racines. Les résultats détaillés des réseaux de co-occurrence sont répertoriés dans les informations complémentaires : Tableaux S5 et S6. Sur la base de l'analyse du réseau, ASV230 (Acaulospora) et ASV238 (Rhizophagus) ont été déterminés comme taxons clés pour le sol de la rhizosphère et le compartiment racinaire, respectivement (Figure 2B et Informations complémentaires : Tableaux S5 et S6). Figure 2Ouvrir dans la visionneuse de figuresPowerPoint Les différences entre les variantes de séquence d'amplicon (ASV) et l'identification des taxons clés. (A) Diagramme DeSeq2 montrant la différence des variants de séquence d'amplicon (ASV) entre les deux compartiments de plantes. Différentes couleurs représentent différents genres, et différentes tailles de points représentent différentes valeurs moyennes, après normalisation via DeSeq2. (B) Réseau de co-occurrence dans le sol de la rhizosphère et le compartiment racinaire. Chaque nœud représente un ASV étiqueté par genre. Un nœud a été vérifié par une corrélation robuste (coefficient de correction de Spearman R > 0,6) et significative (pFDR < 0,05). La taille de chaque nœud est liée au nombre de connexions, tandis que les nœuds de la même couleur affichent le même module. L'épaisseur de chaque connexion entre deux nœuds est liée à la force du coefficient de corrélation de Spearman. DISCUSSION Nos résultats ont montré que la racine de la plante pionnière P. phaseoloides révélait une richesse et une diversité d'AMF en ASV plus faibles que le sol rhizosphérique associé, une constatation en ligne avec d'autres espèces végétales [15, 16]. Cela confirme l'opinion générale selon laquelle le sol de la rhizosphère fournit un réservoir important d'AMF pour les plantes, à partir duquel les plantes ne recrutent qu'une proportion à un certain moment [40]. Plus important encore, le compartiment végétal de P. phaseoloides exerce, indépendamment de la situation géographique ou de la provenance du microbiome, un fort effet sur le déplacement des consortiums microbiens, indiquant une préférence sélective pour l'AMF associé. Il a été montré que la distance géographique avait un faible effet sur les communautés AMF, car une seule espèce végétale sur les terres agricoles peut homogénéiser les communautés AMF sur une certaine distance [41]. En outre, la compartimentation de l'hôte des communautés microbiennes facilite le découplage des effets de la fragmentation de l'habitat [42]. Dans notre étude, P. phaseoloides joue un rôle important dans la formation des communautés AMF, l'emportant ainsi sur les facteurs géographiques. Cependant, la symbiose entre les plantes et l'AMF est généralement considérée comme non spécifique [43], ce qui attribue le petit nombre d'espèces AMF caractérisées (~300) par rapport à celle des espèces végétales (~300 000) [44]. Néanmoins, il existe des preuves qu'une préférence des associations AMF-plante était présente dans différents écosystèmes [13, 14, 44]. Outre la libération d'exsudats de racines carbonées déclenchant le symbiote le plus préféré [45], les conditions du sol ont été reconnues pour modifier la capacité des plantes à attirer certains AMF [46]. Nos résultats ont montré que les conditions du sol n'avaient pas d'effet significatif sur la composition de l'AMF. Cette divergence semble probablement due à la forte régulation de l'hôte végétal sur le pool d'espèces de la rhizosphère via les exsudats racinaires, masquant ainsi les conditions du sol dans la structuration des communautés AMF du sol. En ligne avec d'autres études, il a été démontré que la plante hôte exerce une sélectivité beaucoup plus forte pour la colonisation des racines par l'AMF que les conditions dominantes du sol [13, 47, 48]. Cela confirme le concept reconnu d'assemblage communautaire de l'AMF, selon lequel le filtre hôte a été décisif pour l'assemblage de l'AMF au sein de l'usine [7]. D'autre part, l'effet des conditions du sol sur la richesse et la diversité des CMA a été détecté. Premièrement, la richesse et la diversité de l'AMF étaient en corrélation négative avec le pH du sol, comme cela a été observé dans d'autres situations [8, 16, 49]. Le pH du sol contrôle la richesse et la diversité des AMF en influençant la disponibilité des nutriments et des ions [50]. Par conséquent, nous avons constaté que la teneur en zinc (Zn) du sol était corrélée à la richesse en CMA mais pas à la diversité, tandis que le calcium (Ca) du sol était corrélé à la fois à la richesse et à la diversité en CMA. Les deux nutriments facilitent les processus métaboliques des plantes, et leur absorption est soutenue par l'AMF [51]. On sait que des niveaux élevés de Zn dans les sols peuvent affecter négativement l'abondance et la composition de l'AMF dans les sols pollués [52, 53], tandis que d'autres études ont montré que le Zn pourrait influencer la diversité et la richesse de l'AMF dans les écosystèmes non pollués [8, 16, 54]. Ces résultats incohérents ont très probablement été expliqués par des différences dans le type et la structure de l'écosystème. D'autre part, seules des informations limitées sont disponibles sur l'influence du Ca sur la diversité et la composition de l'AMF. Le Ca n'est pas seulement un nutriment, mais aussi considéré comme un messager qui initialise la communication entre les plantes et l'AMF [55]. D'autres recherches seraient nécessaires pour explorer l'influence du Ca sur la diversité et la composition de l'AMF dans les conditions environnementales données de notre étude. Bien que le pH, le Zn et le Ca aient eu un effet significatif sur la richesse et/ou la diversité de l'AMF dans notre étude, ils n'ont pas déclenché de différence significative en termes de rassemblement communautaire. Nos données ont en outre soutenu le concept de préférence de l'hôte, révélant pour la première fois deux espèces clés AMF différentes et très abondantes dans deux compartiments végétaux distincts : Rhizophagus dans les racines et Acaulospora dans les sols de la rhizosphère, associés à une seule espèce végétale (c.-à-d. P. phaseoloides). Il a été rapporté que les taxons clés à forte abondance ont des contributions vitales pour le maintien du fonctionnement de l'écosystème [56]. Cela peut également s'appliquer au rhizophage, qui existe en grande abondance dans le compartiment racinaire de P. phaseoloides. Le Rhizophage est une espèce à croissance généralement rapide (r-stratégie) et, sur la base de ses traits phénotypiques, a été classé comme « concurrent » dans le système de classification du cycle de vie [57]. Ainsi, le rhizophage peut avoir un avantage concurrentiel pour occuper efficacement la niche racinaire avec un accès immédiat aux ressources d'origine végétale. De plus, les plantes préfèrent fournir plus de carbone aux symbiotes bénéfiques [21, 22], comme le Rhizophage, ce qui peut aider les plantes à réussir dans les conditions environnementales difficiles des sites miniers abandonnés. En ce qui concerne la colonisation des écosystèmes dégradés (par exemple, les sites miniers abandonnés), il a été proposé que les espèces dites « fondatrices de l'AMF » puissent bénéficier de ce carbone d'origine végétale pour coloniser les racines des plantes dans les premiers stades de la succession écologique [58]. En conséquence, cet avantage écologique l'emporterait sur les soi-disant « retardataires AMF », bénéficiant de la prolifération du Rhizophage à travers le sol via la colonisation de racines nouvellement formées. Plus important encore, le Rhizophage a été reconnu comme une espèce AMF dominante qui soutient les plantes dans les premiers stades de développement de la croissance dans le système agricole [41, 59]. Cela pourrait également être vrai pour les écosystèmes dégradés. En fait, le Rhizophage a été considéré comme un taxon très abondant, car il a été trouvé dans diverses espèces et environnements hôtes (Informations complémentaires : Tableau S1). Cependant, une méta-analyse phylogénétique des taxons AMF les plus abondants dans différents écosystèmes, tels que Rhizophagus, a indiqué qu'ils n'ont pas nécessairement la même structure phylogénétique [60]. D'autre part, Acaulospora est une espèce à croissance lente (k-strategy) et le cadre basé sur les traits présentait Acaulospora comme une AMF « tolérante au stress » [57]. Cependant, on pensait que l'AMF tolérante au stress procurait un avantage différé à son hôte, ce qui s'accompagne d'une demande excessive en carbone de la part de son hôte [57]. Par conséquent, notre étude a suggéré que l'abondance du Rhizophage dans les racines de P. phaseoloides était le résultat d'une bonne correspondance fonctionnelle entre les deux partenaires dans cet écosystème dégradé. CONCLUSION Nos résultats ont fourni des informations génétiques fondamentales sur les communautés AMF associées à la plante pionnière P. phaseoloides colonisant des sites miniers abandonnés au Ghana. Notre étude a montré que les conditions géographiques et dominantes du sol n'exerçaient des effets significatifs que sur la richesse et la diversité de l'AMF, mais pas sur la composition de la communauté de l'AMF. Au lieu de cela, le compartiment végétal a largement expliqué les différences de composition de l'AMF, avec deux espèces fonctionnelles différentes dans deux compartiments végétaux distincts (c.-à-d. Acaulospora dans le sol de la rhizosphère ; Rhizophage dans les racines). Cela impliquait que P. phaseoloides avait une forte sélectivité pour les espèces AMF, indépendamment des conditions du sol, soulignant la plasticité écologique de l'hôte dans la sélection de l'AMF. La présente étude était basée sur un échantillonnage ponctuel. Par conséquent, pour bien comprendre les effets écologiques des communautés AMF dans les écosystèmes dégradés, d'autres études, y compris un plus large éventail de sites miniers abandonnés avec des conditions environnementales distinctes et la prise en compte de multiples substituts AMF (c.-à-d. densité des spores, hyphes intraradicaux et extraradicaux) à différentes saisons, fourniraient un aperçu plus approfondi de la plasticité et de la réactivité de la compartimentation AMF en association avec P. phaseoloides, en tant que base écologique appropriée pour la restauration des écosystèmes dégradés. MÉTHODES Description du site et échantillonnage Des échantillons de sol et de racines ont été prélevés sur cinq sites miniers aurifères abandonnés répartis sur deux sites (à 45 km) dans la région d'Ashanti (Ghana) en octobre 2019. Trois sites ont été localisés à Konongo (KN, 6°37′ N, 1°14′ E) et deux sites à Bosome-Freho (BF, 6°25′ N, 1°18′ E) (Figure 3A). À chaque endroit, tous les sites de collecte avaient une distance d'au moins 50 m entre eux. Les deux sites présentaient des conditions climatiques similaires (informations complémentaires : tableau S7), mais différaient par leurs caractéristiques physico-chimiques du sol (informations complémentaires : tableau S8). Sur chaque site, trois individus végétaux spatialement séparés de P. phaseoloides à une distance de 1,5 m les uns des autres ont été sélectionnés au hasard pour assurer l'indépendance des échantillons [54]. Les plantes entières avec du sol (environ 10 cm de largeur et 20 cm de profondeur) ont été excavées et mises dans des sacs en polyéthylène et transportées dans des boîtes de refroidissement. Les systèmes racinaires intacts (boules racinaires) ont été conservés à 4°C [61], permettant aux échantillons d'être dans un état semi-naturel avant d'être expédiés en Allemagne (Université de Hohenheim, Stuttgart). À l'arrivée, les échantillons ont été conservés à 4 °C pour un traitement ultérieur. Figure 3Ouvrir dans la visionneuse de figuresPowerPoint Emplacements d'échantillonnage et méthodes d'échantillonnage. (A) Sites d'échantillonnage dans deux zones de la région d'Ashanti au Ghana. (B) Méthodes d'échantillonnage pour recueillir des échantillons de rhizosphère et de racines. Traitement des échantillons Les échantillons ont été traités selon le protocole [62], avec des modifications mineures (Figure 3B). Le sol en vrac a été retiré des racines par agitation douce et soumis à une analyse physico-chimique (Informations complémentaires : Tableau S8). Ensuite, 10–12 racines par plante d'une longueur de 5–8 cm ont été excisées. Les racines excisées ont été lavées avec 35 ml de tampon phosphate autoclavé mélangé avec 200 g L−1 Tween-20 pour détacher le sol de la rhizosphère des racines. Les racines ont été transférées dans un nouveau tube Falcon (50 ml) en suivant des procédures de désinfection : (1) les échantillons de racines ont été traités avec 35 ml d'eau de Javel à 50 % mélangée à 0,01 % de Tween-20 pendant 1 min ; (2) la phase liquide a été remplacée par 35 ml d'éthanol à 70 % pendant 1 min ; (3) les échantillons de racines ont été rincés 5 fois avec de l'eau stérile ; (4) les racines lavées ont été séchées sur du papier filtre stérile. Ensuite, les racines ont été coupées en petits morceaux à l'aide de pinces stériles et de ciseaux de taille, et conservées à −20 °C pour l'extraction de l'ADN. Les tubes contenant les sols de la rhizosphère ont été traités comme suit : (1) les échantillons ont été filtrés (tamis cellulaire stérile de 100 µm) dans un nouveau tube de 50 ml ; (2) les échantillons ont été centrifugés (3000 g, 5 min, température ambiante [RT]) et le surnageant a été retiré ; (3) les tubes ont été refroidis sur de la glace et 1,5 ml de tampon phosphate stérile a été ajouté, suivi d'un vortex ; (4) la phase en suspension a été transférée dans un tube propre de 2 ml et les échantillons ont été centrifugés (15 871 g, 2 min, RT). Enfin, le surnageant a été retiré et les boulettes de sol de la rhizosphère ont été conservées à −20 °C pour l'extraction de l'ADN. Séquençage de l'amplicon Pour l'extraction de l'ADN, 0,1 g de racines congelées de chaque échantillon homogénéisé dans du N liquide et 0,5 g de sol de rhizosphère congelé ont été utilisés. L'ADN a été extrait avec le kit Fast DNA® spin Plant (MP Biomedicals). Pour améliorer la quantité et la qualité de l'ADN du sol de la rhizosphère, 30 mg de polyvinylpolypyrrolidone (Thermo Fisher Scientific) ont été ajoutés avant l'ajout de tampon [63]. La concentration d'ADN a été mesurée par un spectrophotomètre NanoDrop 2000 (Thermo Fisher Scientific). Des solutions de travail d'ADN de racine (dilution 10 fois) et de sol rhizosphérique (5 ng µl−1) ont été préparées avec de l'eau bidistillée, puis stockées à −20 °C pour une analyse ultérieure. Des amplicons de Glomeromycota ont été produits par PCR imbriquée. La première PCR utilisait les amorces NS31 [64] et AMDGR [65]. Chaque PCR (20 µl) comprenait 1 µl de solution de travail d'ADN, 0,2 µM de chaque amorce, 0,2 mM de chaque désoxynucléoside triphosphate (dNTP), 1,5 mM de MgCl2 et 1 U d'ADN polymérase Taq (Promega GmbH). Les réactions ont été exécutées sur un thermocycleur PeQSTAR (VWR International GmbH, Bruchsal, Allemagne) en utilisant les conditions suivantes : 3 min de dénaturation initiale à 95 ° C, suivie de 35 cycles de 95 ° C pendant 30 s, 56° pendant 30 s et 72 ° C pendant 30 s. Les réactions ont été réalisées à 72°C pendant 3 min. La seconde PCR imbriquée a été réalisée avec les amorces spécifiques AMF AMV4.5NF et AMDGR [65] marquées avec des adaptateurs Illumina, donnant un amplicon d'environ 300 pb. Un µl d'amplicon dilué au 1:10 de la première PCR a été utilisé pour la deuxième PCR dans 30 µl de réactions, en appliquant les mêmes conditions de PCR que celles mentionnées ci-dessus, sauf que le temps de recuit a été réduit à 20 s. Les amplicons ont été vérifiés par électrophorèse sur gel d'agarose à 1,5 %. Ensuite, 25 µl d'amplicons avec adaptateurs Illumina ont été soumis à Eurofins Genomics Europe Sequencing GmbH. La construction de la bibliothèque et le contrôle de qualité ont été effectués par Eurofins Genomics. Illumina MiSeq a été utilisé pour le séquençage avec un mode de séquence 2 × 300 (Eurofins Genomics). Les séquences brutes ont été déposées dans l'Archive des Séquences du Génome [66] sous le numéro d'accès BioProject PRJ011089. Analyse bioinformatique Les séquences ont été ajustées pour exclure les séquences d'amorces et filtrées en qualité avec des scores de qualité > 35 dans une étape initiale [18]. Les variants rares de la séquence d'amplicon (ASV), avec une fréquence inférieure à 0,1% de la profondeur moyenne de la séquence, ont été supprimés. Comme Illumina a rapporté que 0,1 % des lectures étaient probablement dues à une hémorragie MiSeq entre les courses (https://github.com/LangilleLab/microbiome_helper/wiki/Amplicon-SOP-v2- (qiime2-2020.2)). L'identification taxonomique de chaque ASV a été réalisée selon le protocole de Stefani avec une modification mineure [18]. Tout d'abord, chaque ASV était iden<br/>iMetaVolume 1, Issue 4 e51 COMMENTARYOpen Access Genetic diversity and community composition of arbuscular mycorrhizal fungi associated with root and rhizosphere soil of the pioneer plant Pueraria phaseoloides Yaqin Guo, Yaqin Guo orcid.org/0000-0003-1223-3509 Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institute of Agricultural Sciences in the Tropics (Hans-Ruthenberg-Institute), University of Hohenheim, Stuttgart, GermanySearch for more papers by this authorQicheng Bei, Qicheng Bei Department of Soil Ecology, Helmholtz Center for Environmental Research - UFZ, Leipzig, GermanySearch for more papers by this authorBeloved Mensah Dzomeku, Beloved Mensah Dzomeku Department of Horticulture, CSIR - Crops Research Institute, Kumasi, GhanaSearch for more papers by this authorKonrad Martin, Konrad Martin Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institute of Agricultural Sciences in the Tropics (Hans-Ruthenberg-Institute), University of Hohenheim, Stuttgart, GermanySearch for more papers by this authorFrank Rasche, Corresponding Author Frank Rasche [email protected] orcid.org/0000-0002-2202-851X Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institute of Agricultural Sciences in the Tropics (Hans-Ruthenberg-Institute), University of Hohenheim, Stuttgart, Germany Correspondence: Frank Rasche, Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institute of Agricultural Sciences in the Tropics (Hans-Ruthenberg-Institute), University of Hohenheim, Stuttgart 70593, Germany. Email: [email protected]Search for more papers by this author Yaqin Guo, Yaqin Guo orcid.org/0000-0003-1223-3509 Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institute of Agricultural Sciences in the Tropics (Hans-Ruthenberg-Institute), University of Hohenheim, Stuttgart, GermanySearch for more papers by this authorQicheng Bei, Qicheng Bei Department of Soil Ecology, Helmholtz Center for Environmental Research - UFZ, Leipzig, GermanySearch for more papers by this authorBeloved Mensah Dzomeku, Beloved Mensah Dzomeku Department of Horticulture, CSIR - Crops Research Institute, Kumasi, GhanaSearch for more papers by this authorKonrad Martin, Konrad Martin Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institute of Agricultural Sciences in the Tropics (Hans-Ruthenberg-Institute), University of Hohenheim, Stuttgart, GermanySearch for more papers by this authorFrank Rasche, Corresponding Author Frank Rasche [email protected] orcid.org/0000-0002-2202-851X Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institute of Agricultural Sciences in the Tropics (Hans-Ruthenberg-Institute), University of Hohenheim, Stuttgart, Germany Correspondence: Frank Rasche, Department of Agronomy in the Tropics and Subtropics, Institute of Agricultural Sciences in the Tropics (Hans-Ruthenberg-Institute), University of Hohenheim, Stuttgart 70593, Germany. Email: [email protected]Search for more papers by this author First published: 30 September 2022 https://doi.org/10.1002/imt2.51Citations: 1AboutSectionsPDF ToolsRequest permissionExport citationAdd to favoritesTrack citation ShareShare Give accessShare full text accessShare full-text accessPlease review our Terms and Conditions of Use and check box below to share full-text version of article.I have read and accept the Wiley Online Library Terms and Conditions of UseShareable LinkUse the link below to share a full-text version of this article with your friends and colleagues. Learn more.Copy URL Share a linkShare onFacebookTwitterLinkedInRedditWechat Graphical Abstract The pioneering plant Pueraria phaseoloides had a strong modulation effect on arbuscular mycorrhizal fungi (AMF) communities. Irrespective of geographical location, community composition of AMF in rhizosphere soil differed from that of the root. Co-occurrence network analysis revealed two AMF keystone species in rhizosphere soil (Acaulospora) and roots (Rhizophagus) of P. phaseoloides. Author-Provided Video Genetic diversity and community composition of arbuscular mycorrhizal fungi associated with root and rhizosphere soil of the pioneer plant Pueraria phaseoloides by Guo et al. INTRODUCTION Arbuscular mycorrhizal fungi (AMF) ensure the survival of plants by facilitating access to limited resources, particularly in degraded ecosystems [1], thereby playing a crucial role in sustaining ecosystem processes and functions [2-4]. The composition, diversity, and abundance of AMF communities depend on several factors. For instance, meta-analysis revealed that AMF exhibit biogeographic patterns at a global scale [5]. At a local scale, both soil and biogeographical factors were shown to determine AMF communities [6]. Numerous studies have proven that soil conditions also determine AMF diversity and composition (Supporting Information: Table S1). However, AMF have an idiosyncratic response to soil conditions, and there is no consensus on their relative importance [7]. Several studies showed that soil pH is an important factor to determine AMF communities [8, 9]. It was also reported that a higher level of phosphorus (P) limited the diversity of AMF [10]; but another study showed that soil texture, rather than pH or P, affects AMF composition in an agriculture soil [11]. This divergence may be the result of having targeted different ecosystems, host plants and sample types (Supporting Information: Table S1). More importantly, plants exert strong effects on the diversity and composition of their asscociated AMF [12, 13], but the specificity of the association between plant host and AMF taxa is generally low [14]. In addition, the same plant species may reveal differences in AMF communities between plant compartments, that is, root and rhizosphere soil [15-18]. AMF have been classified into different functional groups based on biomass allocation, that is, rhizophilic guild and edaphophilic guild [19]. The rhizophilic guild is thought to allocate more arbuscular mycorrhizal (AM) biomass to roots than soil, such as Rhizophagus; while the edaphophilic guild is thought to allocate more AM biomass to soil than roots, like Acaulospora. However, caution must be taken when classifying AMF families into guilds, due to the different technologies used [20]. In addition, plants could affect AMF richness by delivering more carbon to beneficial symbionts which could facilitate the competition with others [21, 22]. Especially in degraded ecosystems, "founder AMF" species might benefit from plant-derived carbon to colonize the plant roots, thus would outcompete "AMF latecomers", thereby leading to differences between root and rhizosphere soil [23]. Thus, understanding the extent to which various factors modulate abundance, diversity, and selective root-colonization of AMF (i.e., niche differentiation) is essential not only for maintenance of ecological processes in agroecosystems [24, 25], but also for facilitating the restoration of degraded ecosystems [26-28]. AMF has been verified as pioneering microorganisms in sand dunes [29], river floodplains [30], and volcanic areas [31]. Although the role of AMF has been studied intensively in different ecosystems with different plant species (Supporting Information: Table S1), AMF diversity and communities in association with pioneer plants in heavily degraded ecosystems remain largely unexplored. These include post-mining sites [32], which are frequently found in West Africa. This is especially true for Ghana, which is the largest producer of gold in Africa, and the sixth largest producer in the world [33]. With a rate of 2600 hectares per year, natural vegetation in Ghana has been intensively converted into gold mining sites [34]. After surface mining, the land is usually left abandoned and free of vegetation, offering space for colonization by pioneer plants. In Ghana, Pueraria phaseoloides (Roxb.) Benth. (tropical kudzu), a perennial, N2-fixing legume, has been found as a pioneer plant species that colonizes vigorously post-mining sites (Y. Guo, personal communication, 2019). This was similarly observed in Indonesia [35]. It could be speculated that such successful colonization and potential adaptation to various site conditions is reinforced by the symbiosis with AMF. This assumption is rationalized by an earlier study, revealing that P. phaseoloides failed to establish without the presence of symbiotic AMF [36]. In view of the ecological advantage of P. phaseoloides to colonize efficiently post-mining sites, it is imperative to disentangle the factors shaping the mycorrhizal communities associated with P. phaseoloides, considering benefits for degraded land restoration. Hence, we investigated the genetic diversity and composition of AMF communities in the rhizosphere and roots of P. phaseolides growing under the prevailing soil conditions at abandoned, highly disturbed post-mining sites in Ghana. High throughput DNA sequencing was employed to analyze AMF communities in degraded mining soils. Different from morphological methods, which rely mainly on spore identification, DNA-based approaches capture genetic information from hyphae, mycorrhizal roots and spores [37]. We hypothesized that, due to the strong adaptation potential of P. phaseolides in different environments, host identity is a major driving factor shaping AMF communities, assumably stronger than local factors related to geography and soil conditions. Secondly, we hypothesized that the high adaptability of P. phaseolides may be reflected in the selection of AMF specific species from the rhizosphere soil. By testing this, our main ambition is to fill a gap in the understanding of the ecological status of AMF in degraded mining soils and to provide a scientific basis for developing AMF-based strategies for restoring degraded lands. RESULTS Overall sequencing and taxonomic assignments In total, 2,312,972 raw reads were obtained with 301 bp average read length from Illumina MiSeq® sequencing. The quality control (quality scores > 35) reduced the reads to 2,039,447 with 271 bp sequences on average (i.e., an average of 11.8% of the reads was discarded). Rare amplicon sequence variants (ASV) with a frequency of less than 0.1% of the mean sample depth were removed (see explanation in "Bioinformatic analysis" section). After removal of rare ASV (16.8%), a total of 1,746,146 reads remained (Supporting Information: Table S2). Non-Glomeromycota sequences were filtered according to the NCBI database (see details in "Bioinformatic analysis" section), resulting in 195 ASV to the phylum Glomeromycota for downstream analysis. Among them, 102 ASV belonged to the rhizosphere soil and 72 ASV were discovered in roots, while 21 ASV shared both compartments of rhizosphere soil and root (Supporting Information: Figure S1). Phylogenetic analysis assigned 195 ASV to 8 genera: Acaulospora (72), Rhizophagus (43), Paraglomus (43), Dominikia (16), Claroideoglomus (7), Funneliformis (7), Septoglomus (4), Diversispora (3). Acaulospora, Rhizophagus, Paraglomus, and Septoglomus were found both in the roots and rhizosphere soil. Dominikia and Claroideoglomus were only detected in the rhizosphere soil, while Funneliformis and Diversispora were only found in the roots (Figure 1A and Supporting Information: Figure S2). Figure 1Open in figure viewerPowerPoint The overall structure of arbuscular mycorrhizal fungi (AMF) communities. (A) Genus distribution of amplicon sequence variants (ASV) using relative abundance of AMF associated with rhizosphere soil and root. Eleven rhizosphere soils and 14 root samples are displayed in separate stacked bars. Different genera are displayed in different colors, and the low abundance genera (<10%) are grouped together (others). Relative abundance of each genus across compartments is displayed in Supporting Information: Figure S2. (B) Nonmetric dimensional scaling (NMDS) analyses of weighted metric distance of AMF communities. (C) and (D) α-diversity of field samples. (C) Pielou's evenness. (D) Shannon diversity. The boxes represent the range between 75th and 25th quartiles. The line within the box represents the median. The whiskers represent the lowest and highest values extending 1.5 of the interquartile range. NS, nonsignificance. * Significance (p < 0.05); ** Significance (p < 0.001). Alpha diversity of AMF Rarefaction curves display the number of sequences, which have reached adequate coverage (saturation) of AMF diversity, as a quality requirement for downstream analysis (Supporting Information: Figure S3). The α-diversity indices were displayed and statistical differences were annotated for both locations (Konongo, KN; Bosome-Freho, BF) (Figure 1C,D and Supporting Information: Figure S4). At both locations, more ASV were observed in rhizosphere soil than in roots, although this difference was not significant (p > 0.05) (Supporting Information: Figure S4A). At both locations, ASV evenness and diversity of rhizosphere soil were, however, higher than in roots (p < 0.05) (Figure 1C,D). ASV richness of rhizosphere soil in BF was higher than in KG (p < 0.05), while evenness and diversity of ASV did not reveal any difference between the two locations (data not shown). Beta diversity (community composition) of AMF AMF composition between the two compartments was clearly separated, but not between the locations (Figure 1B). The stress value of NMDS analysis was 0.09, reflecting the significant variation of AMF communities among factors [38]. To verify the significance of NMDS analysis, factors (plant compartment, location) were further examined using permutational multivariate analysis of variance (MANOVA) test (Figure 1B). Results indicate that the plant compartment was a crucial determinant to modulate AMF composition (p < 0.05), explaining more than 20% of variation. However, the effect of location on AMF composition was not significant, explaining only 4% of variation (p > 0.05). Relationship of AMF with soil characteristics The relationship between AMF richness (observed ASV) and diversity (Shannon diversity) and soil characteristics was analyzed (Supporting Information: Table S3). The contents of soil calcium (Ca) and soil pH had negative correlations with both AMF richness and diversity (p < 0.05). The content of soil zinc (Zn) only had a negative correlation with AMF richness (p < 0.05). Distance-based redundancy analysis (db-RDA) was carried out to examine the influence of soil characteristics on AMF composition. Results indicate that soil characteristics had no effect on AMF composition (p > 0.05) (Supporting Information: Table S4). Differences in AMF communities between plant compartments With the analysis of DeSeq2, 12 ASV were found to be more abundant in the rhizosphere soil than in root samples, whereas 7 ASV were more abundant in the root compartment than in the rhizosphere soil (Figure 2A). In the root compartment, ASV were affiliated to two genera: Rhizophagus (4) and Paraglomus (3). In rhizosphere soils, ASV were assigned to Acaulospora (5), Paraglomus (4), Dominikia (2) and Claroideoglomus (1). Network of the rhizosphere soil had more nodes and edges (123 nodes, 948 edges) than the root compartment network (86 nodes, 468 edges). The modularity index (rhizosphere soil: 0.78; root: 0.79) was above 0.4, indicating a modular network structure [39]. The average degrees of rhizosphere soil and root were 17.6 and 10.9, respectively, and the average clustering coefficient was 0.84 for rhizosphere soil and 0.95 for root. The detailed results of co-occurrence networks are listed in Supporting Information: Tables S5 and S6. On basis of the network analysis, ASV230 (Acaulospora) and ASV238 (Rhizophagus) were determined as keystone taxa for the rhizosphere soil and root compartment, respectively (Figure 2B and Supporting Information: Tables S5 and S6). Figure 2Open in figure viewerPowerPoint The differences between amplicon sequence variants (ASV) and keystone taxa identification. (A) DeSeq2 plot showing the difference of amplicon sequence variants (ASV) between the two plant compartments. Different colors represent different genera, and different point sizes represent different mean values, after normalization through DeSeq2. (B) Co-occurrence network in rhizosphere soil and root compartment. Each node represents one ASV labeled by genus. A node was verified by a robust (Spearman's correction coefficient R > 0.6) and significant (pFDR < 0.05) correlation. The size of each node is relational to the number of connections, while nodes with the same color display the same module. The thickness of each connection between two nodes is relational to the strength of Spearman's correlation coefficient. DISCUSSION Our results showed that the root of the pioneer plant P. phaseoloides revealed a lower ASV richness and diversity of AMF than the associated rhizosphere soil, a finding in line with other plant species [15, 16]. This confirms the general view that the rhizosphere soil provides an important reservoir of AMF for plants, from which plants only recruit a proportion at a certain time [40]. More importantly, the plant compartment of P. phaseoloides exerts, independent of geographical location or microbiome provenance, a strong effect on microbial consortia shift, indicating a selective preference for associated AMF. It was shown that geographic distance had a small effect on AMF communities, because a single plant species in agricultural land may homogenize the AMF communities over a certain distance [41]. Furthermore, the host compartmentalization of microbial communities facilitates the decoupling from effects of habitat fragmentation [42]. In our study, P. phaseoloides plays an important role in shaping AMF communities, thereby overriding geographic factors. However, the symbiosis between plants and AMF is generally considered as nonspecific [43], which ascribes the small number of characterized AMF species (~300) compared to that of plant species (~300,000) [44]. Nevertheless, evidence exists that a preference of AMF-plant associations was present in different ecosystems [13, 14, 44]. Apart from the release of carbonaceous root exudates triggering the most preferred symbiont [45], soil conditions have been acknowledged to modify the ability of plants to attract selected AMF [46]. Our results showed that soil conditions had no significant effect on AMF composition. This divergence seems likely due to the strong regulation of the plant host on the rhizosphere species pool via root exudates, thereby masking soil conditions in structuring the soil AMF communities. In line with other studies, it was demonstrated that the host plant exerts a much stronger selectivity for AMF colonization of roots than prevailing soil conditions [13, 47, 48]. This confirms the acknowledged community assembly concept of AMF, whereby the host filter was decisive for AMF assemblage within the plant [7]. On the other hand, the effect of soil conditions on AMF richness and diversity was detected. First, AMF richness and diversity correlated negatively with soil pH, as it was observed in other situations [8, 16, 49]. Soil pH controls AMF richness and diversity through influencing nutrient and ion availability [50]. Consequently, we found that the content of soil zinc (Zn) correlated with AMF richness but not diversity, while soil calcium (Ca) correlated with both AMF richness and diversity. Both nutrients facilitate plant metabolic processes, and their uptake is supported by AMF [51]. It is known that high Zn soil levels can negatively affect the abundance and composition of AMF in polluted soils [52, 53], while other studies have shown that Zn could influence AMF diversity and richness in non-polluted ecosystems [8, 16, 54]. These inconsistent results were most likely explained by differences in ecosystem type and structure. On the other hand, only limited information is available about the influence of Ca on AMF diversity and composition. Ca is not only a nutrient, but also considered as a messenger which initializes the communication between plants and AMF [55]. Further research would be needed to explore the influence of Ca on AMF diversity and composition under the given environmental conditions of our study. Although pH, Zn and Ca had a significant effect on richness and/or diversity of AMF in our study, they did not trigger a significant difference in terms of community assembly. Our data further supported the concept of host preference, revealing for the first time two different and highly abundant AMF keystone species in two distinct plant compartments: Rhizophagus in roots and Acaulospora in rhizosphere soils, associated with a single plant species (i.e., P. phaseoloides). It was reported that keystone taxa with high abundance have vital contributions for maintaining ecosystem functioning [56]. This may also apply to Rhizophagus, which exists in high abundance in the root compartment of P. phaseoloides. Rhizophagus is a generally fast growing species (r-strategy) and, based on its phenotypic traits, was classified as "competitor" in the life history classification system [57]. Thus, Rhizophagus may have a competitive advantage to occupy efficiently the root niche with immediate access to plant-derived resources. Furthermore, plants prefer to deliver more carbon to beneficial symbionts [21, 22], like Rhizophagus, which may help plants to be successful in the harsh environmental conditions of abandoned mining sites. With regard to the colonization of degraded ecosystems (e.g., abandoned mining sites), it was proposed that so-called "founder AMF" species might benefit from this plant-derived carbon to colonize the plant roots in the early stage of ecological succession [58]. Accordingly, this ecological advantage would outcompete so-called "AMF latecomers", benefiting the proliferation of Rhizophagus through the soil via colonization of newly formed roots. More importantly, Rhizophagus has been recognized as a dominant AMF species that supports plants in the early stages of growth development in agricultural system [41, 59]. This might also be true for degraded ecosystems. In fact, Rhizophagus was considered as a prominently abundant taxon, since it has been found in diverse host species and environments (Supporting Information: Table S1). However, a phylogenetic meta-analysis of most abundant AMF taxa across different ecosystems, such as Rhizophagus, indicated that they do not necessarily have the same phylogenetic structure [60]. On the other hand, Acaulospora is a slow growing species (k-strategy) and the trait-based framework presented Acaulospora as "stress-tolerant" AMF [57]. However, stress-tolerant AMF were believed to provide a delayed benefit to their host, which is accompanied by an excessive carbon demand from their host [57]. Therefore, our study suggested that the abundant Rhizophagus in the roots of P. phaseoloides was the result of a good functional match between both partners in this degraded ecosystem. CONCLUSION Our results provided fundamental genetic insights into AMF communities associated with the pioneering plant P. phaseoloides colonizing abandoned mining sites in Ghana. Our study showed that geographic and prevailing soil conditions only exerted significant effects on AMF richness and diversity, but not on AMF community composition. Instead, the plant compartment largely explained the differences in AMF composition, with two different functional species in two distinct plant compartments (i.e., Acaulospora in rhizosphere soil; Rhizophagus in root). This implied that P. phaseoloides has a strong selectivity for AMF species, irrespective of soil conditions, emphasizing the ecological plasticity of the host in selecting AMF. The present study was based on a one-time point sampling. Hence, to fully understand the ecological effects of AMF communities in degraded ecosystems, further studies, including a broader range of abandoned mining sites with distinct environmental conditions and considering multiple AMF proxies (i.e., spore density, intraradical and extraradical hyphae) across various seasons, would provide a more profound insight into the plasticity and responsiveness of AMF compartmentation in association with P. phaseoloides, as a suitable ecological basis for restoration of degraded ecosystems. METHODS Site description and sampling Soil and root samples were collected at five abandoned gold mining sites distributed across two locations (45 km distance) in the Ashanti region (Ghana) in October 2019. Three sites were located in Konongo (KN, 6°37′ N, 1°14′ E) and two sites in Bosome-Freho (BF, 6°25′ N, 1°18′ E) (Figure 3A). At each location, all collecting sites had a distance of at least 50 m between each other. Both locations had similar climate conditions (Supporting Information: Table S7), but differed in physic-chemical soil characteristics (Supporting Information: Table S8). At each site, three spatially separated plant individuals of P. phaseoloides with a distance of 1.5 m from each other were randomly selected to ensure independence of samples [54]. The entire plants with soil (approximately 10 cm width and 20 cm depth) were excavated and put into poly bags and transported in cooling boxes. Intact root systems (root balls) were conserved at 4°C [61], permitting samples to be in a semi-natural state before shipping to Germany (University of Hohenheim, Stuttgart). Upon arrival, samples were conserved at 4°C for further processing. Figure 3Open in figure viewerPowerPoint Sampling locations and sampling methods. (A) Sampling sites across two areas within the Ashanti region in Ghana. (B) Sampling methods to collect rhizosphere and root samples. Processing of samples The samples were processed according to the protocol [62], with minor modifications (Figure 3B). Bulk soil was removed from roots by soft shaking and subjected to physic-chemical analysis (Supporting Information: Table S8). Then, 10–12 roots per plant with a length of 5–8 cm were excised. Excised roots were washed with 35 ml autoclaved, phosphate buffer mixed with 200 g L−1 Tween-20 to detach the rhizosphere soil from roots. The roots were transferred to a new Falcon tube (50 ml) following disinfection procedures: (1) root samples were treated with 35 ml of 50% bleach mixed with 0.01% Tween-20 for 1 min; (2) the liquid phase was replaced by 35 ml of 70% ethanol for 1 min; (3) root samples were rinsed 5 times with sterile water; (4) washed roots were dried on sterile filter paper. Then, roots were cut into small pieces using sterile forceps and pruning scissors, and conserved at −20°C for DNA extraction. Tubes containing the rhizosphere soils were processed as follows: (1) samples were filtered (sterile 100 µm mesh cell strainer) into a new 50 ml tube; (2) samples were centrifuged (3000g, 5 min, room temperature [RT]) and supernatant was removed; (3) tubes were chilled on ice and 1.5 ml of sterile phosphate buffer was added, followed by vortexing; (4) the suspended phase was transferred into a clean 2 ml tube and samples were centrifuged (15,871g, 2 min, RT). Finally, the supernatant was removed and rhizosphere soil pellets were conserved at −20°C for DNA extraction. Amplicon sequencing For DNA extraction, 0.1 g frozen roots of each sample homogenized in liquid N, and 0.5 g of frozen rhizosphere soil were used. DNA was extracted with the Fast DNA® spin plant kit (MP Biomedicals). To improve the quantity and quality of rhizosphere soil DNA, 30 mg polyvinylpolypyrrolidone (Thermo Fisher Scientific) was added before buffer addition [63]. DNA concentration was measured by a NanoDrop spectrophotometer 2000 (Thermo Fisher Scientific). Working solutions of root (10-fold dilution) and rhizosphere soil (5 ng µl−1) DNA were prepared with double-distilled water, and then stored at −20°C for subsequent analysis. Amplicons of Glomeromycota were produced with nested PCR. The first PCR used the primers NS31 [64] and AMDGR [65]. Each PCR (20 µl) comprised 1 µl DNA working solution, 0.2 µM of each primer, 0.2 mM of each deoxynucleoside triphosphate (dNTP), 1.5 mM MgCl2 and 1 U Taq DNA polymerase (Promega GmbH). Reactions were run on a PeQSTAR thermal cycler (VWR International GmbH, Bruchsal, Germany) using the following conditions: 3 min initial denaturation at 95°C, followed by 35 cycles of 95°C for 30 s, 56° for 30 s, and 72°C for 30 s. Reactions were completed with 72°C for 3 min. The second nested PCR was conducted with the AMF-specific primers AMV4.5NF and AMDGR [65] tagged with Illumina adapters, yielding an amplicon of approximately 300 bp. One µl of 1:10 diluted amplicon of the first PCR was used for the second PCR in 30 µl reactions, applying the same PCR run conditions as mentioned above, except that the annealing time was reduced to 20 s. Amplicons were verified by a 1.5% agarose gel electrophoresis. Then, 25 µl of amplicons with Illumina adaptors were submitted to Eurofins Genomics Europe Sequencing GmbH. Library construction and quality check were done by Eurofins Genomics. Illumina MiSeq was used for sequencing with a 2 × 300 sequence mode (Eurofins Genomics). The raw sequences were deposited in the Genome Sequence Archive [66] under BioProject accession number PRJ011089. Bioinformatic analysis Sequences were trimmed to exclude primer sequences and quality-filtered with quality scores > 35 in an initial step [18]. Rare amplicon sequence variants (ASV), with a frequency of less than 0.1% of the mean sequence depth, were removed. As Illumina reported to be 0.1% of reads most likely due to MiSeq bleed-through between runs (https://github.com/LangilleLab/microbiome_helper/wiki/Amplicon-SOP-v2-(qiime2-2020.2)). Taxonomic identification of each ASV was performed according to the protocol of Stefani with minor modification [18]. First, each ASV was iden<br/>